Application of specific starters for the manufacture of Venaco cheese

International audienc

Criblage des bactéries lactiques en fonction de leur cinétique de réduction : approche méthodologique

Les bactéries lactiques (BL) sont des micro-organismes importants dans l'industrie alimentaire pour la fabrication de produits fermentés ou comme probiotiques. Parmi les BL, certaines espèces sont capables de réduire le potentiel d’oxydoréduction (Eh) jusqu’à des valeurs négatives alors que d'autres non [1]. Cette diversité d'activité réductrice retrouvée chez les BL permet l'utilisation de souches sélectionnées apportant des valeurs de réduction optimales nécessaires à la qualité globale des produits laitiers [2–6]. Les principaux mécanismes impliqués sont les groupes thiol exofaciaux, la NoxE NADH Oxydase et le mécanisme mettant en jeu la chaîne de transport d'électrons [7,8,9].Actuellement, il existe différentes façons de comparer les BL en fonction de leurs propriétés réductrices. Cachon et al 2002 [10] ont proposé une Méthode de mesure Potentiométrique de l'Activité Réductrice (MPAR) par suivi des cinétiques en milieu liquide grâce à des sondes redox. Michelon et al 2013 [11] ont proposé la Méthode cOlorimétrique de mesure de la CApacité Réductrice (MOCAR) par criblage sur milieu solide. Par rapport à MPAR, MOCR permet le criblage d'un grand nombre de souches en peu de temps. Cependant, cette méthode est binaire et discrimine relativement mal les souches d’une même espèce. Par conséquent, nous avons développé une nouvelle méthode, Méthode de mesure par Absorbance de l’Activité Réductrice (MAAR) afin de différencier les souches en gardant la simplicité de MOCAR mais avec la pertinence de la cinétique de réduction bactérienne obtenue avec MPAR. Pour cela, un milieu chimiquement défini a été mis au point pour suivre l’absorbance dans le temps. Onze souches de BL pures ainsi que 3 ferments de L. lactis commerciaux ont été testés avec MAAR et comparés avec la méthode de référence MPAR en utilisant l’interface iCinac. Les paramètres discriminatoires obtenus à partir de la cinétique avec MAAR ont permis de différencier les souches pures d’une même espèce et les starters de la même manière qu’avec MPAR. Cette nouvelle méthode de criblage permet : (1) de différencier simultanément plusieurs souches d’une même espèce en fonction de leur activité réductrice ; (2) la comparaison de souches intra-genre. Ainsi, une utilisation combinée des criblages MOCAR et MAAR permettrait de cribler rapidement plus de souches de BL en fonction de leur potentiel de réduction.References[1]. M Brasca., S. Morandi, R. Lodi, A. Tamburini of J Appl Microbiol, 2007, 10.1111/j.1365-2672.2007.03392.x[2]. V. Caldeo, JA. Hannon, DK. Hickey, D. Waldron, MG. Wilkinson, TP. Beresford of J Dairy Res, 2016, 10.1017/S002202991600056X[3]. F. Martin, N. Cayot, C. Vergoignan, L. Journaux, P. Gervais, R. Cachon of Food Res Int, 2010, 10.1016/j.foodres.2009.09.032[4]. F. Martin, R. Cachon, K. Pernin, J. De Coninck, P. Gervais, E. Guichard of J Dairy Sci, 2011, [5]. S. Nouaille, L. Rault, S. Jeanson, P. Loubière, Y. Le Loir, S. Even of Appl Environ Microbiol 2014, 10.1128/AEM.02287-14[6]. S. Abraham, R. Cachon, B. Colas, G. Feron, J. De Coninck of Int Dairy J, 2007, 10.1016/j.idairyj.2006.12.010[7]. D. Michelon, S. Abraham, B. Ebel, J. De Coninck, F. Husson, G. Feron of FEBS J, 2010, 10.1111/j.1742-4658.2010.07644.x[8]. S. Tachon, JB. Brandsma, M. Yvon of Appl Environ Microbiol, 2010, 10.1128/AEM.02120-09 [9]. C. Roussel, B. Ebel, E. Munier, D. Michelon, F. Martin-Dejardin, E. Beuvier, J. De Coninck, P. Gaudu, R. Cachon of Food Res Int, 2022, 10.1016/j.foodres.2022.111154[10]. R. Cachon, S. Jeanson, M. Aldarf, C. Divies of Le lait, 2002, 10.1051/lait:2002010[11]. D. Michelon, S. Tachon, B. Ebel, J. De Coninck, G. Feron, P. Gervais, M. Yvon, R. Cachon of J Biosci Bioeng, 2013, 10.1016/j.jbiosc.2012.09.01

Screening of lactic acid bacteria based on their reduction kinetics

International audienceLactic Acid bacteria (LAB) are widespread in the dairy industry for their use as starters and probiotics. They are able to reduce redox potential (E h) of food matrices, influencing oxidation-reduction reactions involved in the organoleptic quality of the product and also preventing the development of undesired microflora. Amongst LAB, some species are able to reduce E h below negative values while others do not [1]. This diversity of reducing activity found in LAB allows the use of selected strains providing optimal reduction values necessary to the overall quality of food dairy products. Currently, there are different ways to compare LAB based on their reducing properties. Cachon et al., 2002 proposed the Potentiometry Reduction Activity Method (PRAM) by monitoring E h in liquid medium with redox probes, and the comparison of the maximum reduction rate (Vmax r), and the time to reach Vmax r. Michelon et al., 2013 proposed the cOlorimetric Reduction CApacity Method (ORCAM), a screening method on solid medium. This later takes advantage over PRAM to allow screening of a lot of strains in a short time. Nevertheless, this method is relatively non-discriminatory between LAB strains belonging to the same species. Consequently, we developed a new method, the Absorbance Reducing Activity Method (ARAM), in order to differentiate strains by keeping the simplicity of ORCAM but with the relevance of bacterial reduction kinetics obtained with PRAM. To validate this new screening method, PRAM using iCinac interface was carried out in parallel as reference method

Screening of Lactococcus lactis starters with Absorbance Reduction Activity Method (ARAm)

International audienceLactococcus lactis is one of the most used species in the dairy industry. This species has the ability to reduce to very negative values the redox potential (Eh) of food matrices, making it one of the most reducing Lactic Acid Bacteria (LAB) [1]. This reducing activity influences oxidation-reduction reactions involved in the organoleptic quality of the product and prevents the undesired microorganisms development [2–4]. The main mechanism involved are exofacial thiol groups, NoxE NADH Oxidase and the Electron Transport Chain mechanism [5-7]. For Eh measurement, the commonly used method consists of a redox probe placed in a liquid medium or food matrix [8]. With this probe, Cachon et al. (2002) proposed an innovative procedure allowing to compare reducing activity of LAB, according to their maximum reduction rate, based on their reduction kinetic vs. time. Despite its accuracy, this method can be complex, time-consuming and expensive for the screening of many strains. Michelon et al. (2013), proposed an agar milk screening using colored oxidation-reduction indicators to quickly categorize, with a reducing power score, a large number of LAB strains. This method was used successfully for screening a large bank of LAB and mutants’ strains. However, while this screening method showed significant inter-species differences, it was difficult to identify intra-species ones [9].In order to differentiate several strains belonging to the same species, we developed a new method combining Cachon et al. (2002) and Michelon et al. (2013) procedures with high throughput screening. This routinely method allows to compare until 30 L. lactis strains simultaneously and can be applied on frozen and freeze-dried mixed starters.1. Brasca et al. 2007. J Appl Microbiol 103,1516–24 2. Caldeo et al. 2016. J Dairy Res 83,479–86 3. Nouaille et al.2014. Appl Environ Microbiol 80,7028–35 4. Abraham et al. 2007. Int Dairy J 17,954–60 5. Michelon et al. 2010. FEBS J 277,2282–906. Tachon et al. 2010. Appl Environ Microbiol 76,1311–9 7. Roussel et al. 2022. Food Res Int 156,1111-548. Cachon et al., 2002. Lait 82,281–8 9. Michelon et al. 2013. J Biosci Bioeng 115,229–3

Les bactéries lactiques et propioniques ont une influence majeure sur les esters produits dans les fromages à pâte pressée cuite

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