Antioxidant activities of sulfated polysaccharides from brown and red seaweeds

The in vitro antioxidant activities of the following six sulfated polysaccharides were investigated: iota, kappa and lambda carrageenans, which are widely used in the food industry, fucoidan (homofucan) from the edible seaweed Fucus vesiculosus and fucans (heterofucans) F0.5 and F1.1 from the seaweed Padina gymnospora. With respect to the inhibition of superoxide radical formation, fucoidan had an IC50 (the half maximal inhibitory concentration) of 0.058 mg·mL−1, while the IC50 for the kappa, iota and lambda carrageenans were 0.112, 0.332 and 0.046 mg·mL−1, respectively. All of the samples had an inhibitory effect on the formation of hydroxyl radicals. The results of peroxidation tests showed that fucoidan had an IC50 of 1.250 mg·mL−1 and that the kappa, iota and lambda carrageenans had an IC50 of 2.753 and 2.338 and 0.323 mg·mL−1, respectively. Fucan fractions showed low antioxidant activity relative to fucoidan. These results clearly indicate the beneficial effect of algal polysaccharides as antioxidants

Indicadores microbiológicos em sistema silvipastoril com leguminosas em ambiente tropical subúmido

A pecuária no Brasil é baseada principalmente no uso extensivo dos pastos e frequentemente leva a degradação destes. Os sistemas silvipastoris são uma alternativa de manejo sustentável, utilizados para diminuir os impactos ambientais relacionados com à introdução da pecuária, ao mesmo tempo aumentando sua produtividade. A presença de árvores neste sistema, além de promover heterogeneidade na qualidade e oferta de forragem, melhora a qualidade microbiológica do solo e a ciclagem de nutrientes. Diante disto, o objetivo deste trabalho foi compreender como a introdução de leguminosas arbóreas em sistemas de pastagens influencia indicadores de qualidade microbiológica do solo em ambiente trópico sub-úmido. Os dados foram coletados em um experimento com três tratamentos: i) braquiária (Brachiaria decumbens Stapf.) em monocultivo, ii) braquiária consorciada com gliricídia (Gliricidia sepium Jacq. Steud) e iii) braquiária consorciada com sabiá (Mimosa caesalpiniifolia Benth). Foram coletadas amostras de solo nas estações seca e chuvosa, na camada 0-20 cm de profundidade aos 0, 4 e 8,0 m de distância da faixa das leguminosas, e amostra aleatória na braquiária em monocultivo. Foram determinados os teores de fósforo da biomassa microbiana, a concentração de glomalina facilmente extraível e total, a atividade enzimática das fosfatases ácida e alcalina, urease e da arilsulfatase, além da quantificação por PCR em tempo real dos genes para fixação microbiana de carbono atmosférico, fungos totais e micorrízicos, e relacionado à mineralização de fósforo. A estação chuvosa promoveu uma maior atividade microbiana nos sistemas silvipastoris, aumentando os teores de fósforo da biomassa microbiana, a atividade das fosfatases ácida e alcalina e da arilsulfatase, enquanto que a atividade da urease foi maior na braquiária solteira nas duas estações. Também foram encontradas maiores abundâncias do número de cópias dos genes de fixadores de CO2, fungos totais e micorrízicos e mineralizadores de fósforo no período chuvoso no sistema silvipastoril, exceto nas linhas de ambas leguminosas. Não foi encontrado nenhum efeito do sistema silvipastoril para as concentrações de glomalinas. O sistema silvipastoril com leguminosas melhorou a qualidade biológica do solo, além de potencial como dreno de CO2 atmosférico por meio da fixação microbiana de carbono. A gliricídia estabeleceu melhores condições para a manutenção da braquiária consorciada. A chuva afetou a atividade enzimática e abundância de comunidades microbianas, sendo um importante parâmetro para a avaliação da qualidade do sistema silvipastoril.Cattle raising in Brazil is mostly based on extensive pasture usage, and frequently lead to their degradation. Silvopastoral systems are a sustainable management alternative, used to reduce environmental impacts related to cattle raising introduction, while at the same time increasing its productivity. Tree presence in this system, besides promoting heterogeneity in forage quality and offer, increases soil microbiological quality and nutrient cycling. Due to this, this work aims to understand how the introduction of legume trees in pasture systems affects soil microbiological quality indicators in a sub-humid tropical environment. Data was collected from an experiment with three treatments: i) pure signal grass (Brachiaria decumbens Stapf.), ii) signal grass with gliricidia (Gliricidia sepium Jacq. Steud) and iii) signal grass with sabiá (Mimosa caesalpiniifolia Benth). Soil samples were collected at the dry and rainy seasons, at the 0-20 cm depth layer at 0, 4 and 8 m from the legume rows, and as a random sample in the single signal grass and used to determine microbial biomass P content, easily extractable and total glomalina contents, enzymatic activity of acid and alkaline phosphatases, urease and arylsulfatase, as well as real time PCR quantification of genes for microbial atmospheric carbon fixation, total and mycorrhizal fungi, and linked to phosphorus mineralization. The rainy season presented higher microbial activity in the silvopastoral systems, increasing microbial biomass P content, acid and alkaline phosphatases and arylsulfatase activities, while urease activity was higher for single signal grass in both seasons. Higher copy number abundance was also found for CO2 fixers, total and mycorrhizal fungi and phosphorus mineralizers in the rainy season for the silvopastoral system, except at both legume rows. No effect of the silvopastoral system was found for glomalin concentrations. Legume silvopastoral systems increased soil biological quality, and potential atmospheric CO2 drain through carbon microbial fixation. Gliricidia established the best conditions for maintaining signal grass. Rain affected enzymatic activity and microbial community abundance, being an important parameter for the evaluation of silvopastoral system quality.Conselho Nacional de Pesquisa e Desenvolvimento Científico e Tecnológico - CNPqCoordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - CAPE

EXOPOLYSACCHARIDES AND ABIOTIC STRESS TOLERANCE IN BACTERIAL ISOLATES FROM “SABIÁ” NODULES

Several microorganisms produce polysaccharides, deemed to protect the bacteria from several environmental stresses. This paper aims to evaluate the protective effect of exopolyssacharides to different abi- otic stresses in bacterial isolates from “sabiá” ( Mimosa caesalpiniifolia ) nodules. 303 fast growing isolates were qualitatively evaluated for exopolyssacharide production and tested in vitro for tolerance to two levels of acidity, joint aluminum and acidity, three salinity levels; 11 antibiotics and three herbicides. Most isolates re- sisted media acidity, acidity with aluminum, salinity, and ampicillin, cefotaxime, gentamicin and vancomycin antibiotics and 2,4D herbicide, while being sensitive to ciprofloxacin, chloramphenicol, streptomycin, kanamy- cin, nalidixic acid, rifampicin and tetracycline antibiotics and paraquat and glyphosate herbicides. There was no connection between exopolyssacharide production and abiotic stress tolerance

Antinociceptive effects of the essential oil of Mentha x villosa leaf and its major constituent piperitenone oxide in mice

Mentha x villosa Huds (Labiatae) is an aromatic herb widely used in folk medicine. Since the essential oil of the herb has many pharmacological activities, including antispasmodic effects, we determined whether the oil and its major constituent, piperitenone oxide (PO), have antinociceptive activity. The essential oil of M. x villosa (EOMV) and PO administered orally at 200 mg/kg (vehicle: 0.1% Tween 80 in water) significantly reduced the writhings induced by acetic acid from control values of 59.5 ± 3.1 s (N = 10) to 31.9 ± 2.8 s (N = 10) and 23.8 ± 3.4 s (N = 10), respectively. When administered at 100 and 200 mg/kg, EOMV reduced the paw licking time for the second phase of the formalin test from the control value of 20.6 ± 2.1 s (N = 13) to 5.3 ± 2.2 s (N = 12) and 2.7 ± 1.2 s (N = 18), respectively. At 100 and 200 mg/kg, PO reduced this second phase to 8.3 ± 2.7 s (N = 12) and 3.0 ± 1.2 s (N = 10), respectively. This effect of EOMV and PO was not reversed by naloxone. EOMV and PO had no significant effect on the first phase of the formalin test. As evaluated by the hot-plate and tail immersion test, EOMV and PO, at doses up to 200 mg/kg, showed no analgesic activity. These results show that EOMV and PO have antinociceptive activity and suggest that this effect is probably an indirect anti-inflammatory effect, which does not involve the central nervous system

Characterization and application of Lippia alba (Mill) and Cymbopogon citratus D.C. Stapf. essential oils as natural sanitizers in coriander

Abstract Essential oils (EOs) are a promising alternative for food preservation and can be used instead of synthetic antimicrobial compounds such as sanitizers, as long as they are efficient and safe. In view of this possibility of use, Lippia alba (Mill) (LAEO) and Cymbopogon citratus D.C. Stapf. (CCEO) essential oils were evaluated as natural antimicrobials and applied into coriander for its biocontrol. The EOs were extracted and their physical properties, total phenolics, cytotoxicity to Artemia salina L. and antimicrobial potential in vitro and on natural coriander microbiota were determined. The EOs had a LD50 (median lethal dose - checked), are considered biologically active. MIC (Minimum Inhibitory Concentration) varied from 1.25 to 5.00 μL/ mL and from 0.62 to 5.00 μL/ mL for LAEO and CCEO, respectively, on standard strains of Staphylococcus aureus, Salmonella Thyphimurium, Salmonella Enteritidis, Escherichia coli and Listeria monocytogenes. The lowest MIC values for LAEO and CCEO were selected for application in coriander. EOs reduced the pathogenic microbial load in the coriander revealing its potential as a natural sanitizer, and thus demonstrating superior or equivalent efficacy to commercial sanitizer. By correlating the cytotoxic and antimicrobial results obtained, we have shown that these EOs present potential for application in foods

Whole-Genome Sequence of Corynebacterium pseudotuberculosis PAT10 Strain Isolated from Sheep in Patagonia, Argentina

In this work, we report the complete genome sequence of a Corynebacterium pseudotuberculosis PAT10 isolate, collected from a lung abscess in an Argentine sheep in Patagonia, whose pathogen also required an investigation of its pathogenesis. Thus, the analysis of the genome sequence offers a means to better understanding of the molecular and genetic basis of virulence of this bacterium

Field and classroom initiatives for portable sequence-based monitoring of dengue virus in Brazil

This work was supported by Decit, SCTIE, Brazilian Ministry of Health, Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico - CNPq (440685/ 2016-8, 440856/2016-7 and 421598/2018-2), Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - CAPES - (88887.130716/2016-00), European Union’s Horizon 2020 Research and Innovation Programme under ZIKAlliance Grant Agreement (734548), STARBIOS (709517), Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro – FAPERJ (E-26/2002.930/2016), International Development Research Centre (IDRC) Canada (108411-001), European Union’s Horizon 2020 under grant agreements ZIKACTION (734857) and ZIKAPLAN (734548).Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil / Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil / Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Leônidas e Maria Deane. Laboratório de Ecologia de Doenças Transmissíveis na Amazônia. Manaus, AM, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Mato Grosso do Sul. Laboratório Central de Saúde Pública. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado da Bahia. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Milton Bezerra Sobral. Recife, PE, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso. Cuiabá, MT, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Distrito Federal. Brasília, DF, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Universidade Federal da Bahia. Vitória da Conquista, BA, Brazil.Laboratorio Central de Salud Pública. Asunción, Paraguay.Fundação Oswaldo Cruz. Bio-Manguinhos. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, BrazilFundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, BrazilMinistério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Instituto de Investigaciones en Ciencias de la Salud. San Lorenzo, Paraguay.Secretaria de Estado de Saúde de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Milton Bezerra Sobral. Recife, PE, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Distrito Federal. Brasília, DF, Brazil.Secretaria de Saúde de Feira de Santana. Feira de Santana, Ba, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Hospital das Forças Armadas. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Universidade Nova de Lisboa. Instituto de Higiene e Medicina Tropical. Lisboa, Portugal.University of Sydney. School of Life and Environmental Sciences and School of Medical Sciences. Marie Bashir Institute for Infectious Diseases and Biosecurity. Sydney, NSW, Australia.University of KwaZulu-Natal. College of Health Sciences. KwaZulu-Natal Research Innovation and Sequencing Platform. Durban, South Africa.University of Oxford. Peter Medawar Building. Department of Zoology. Oxford, UK.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Estadual de Feira de Santana. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Universidade de Brasília. Brasília, DF, Brazil.Universidade Salvador. Salvador, BA, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Hantaviroses e Rickettsioses. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Leônidas e Maria Deane. Laboratório de Ecologia de Doenças Transmissíveis na Amazônia. Manaus, AM, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Faculdade de Medicina Veterinária. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Faculdade de Medicina Veterinária. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Paraná. Curitiba, PR, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Rondônia. Porto Velho, RO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Amazonas. Manaus, AM, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Rio Grande do Norte. Natal, RN, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso. Cuiabá, MT, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Noel Nutels. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, SP, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.University of Oxford. Peter Medawar Building. Department of Zoology. Oxford, UK.Instituto Nacional de Enfermedades Virales Humanas Dr. Julio Maiztegui. Pergamino, Argentina.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Instituto de Salud Pública de Chile. Santiago, Chile.Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos Dr. Manuel Martínez Báez. Ciudad de México, México.Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas Dr Carlos G Malbrán. Buenos Aires, Argentina.Ministerio de Salud Pública de Uruguay. Montevideo, Uruguay.Instituto Costarricense de Investigación y Enseñanza em Nutrición y Salud. Tres Ríos, Costa Rica.Instituto Nacional de Investigacion en Salud Publica Dr Leopoldo Izquieta Pérez. Guayaquil, Ecuador.Instituto Nacional de Investigacion en Salud Publica Dr Leopoldo Izquieta Pérez. Guayaquil, Ecuador.Universidade Federal de Pernambuco. Recife, PE, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte. MG, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Secretaria de Saúde de Feira de Santana. Feira de Santana, BA, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Brazil experienced a large dengue virus (DENV) epidemic in 2019, highlighting a continuous struggle with effective control and public health preparedness. Using Oxford Nanopore sequencing, we led field and classroom initiatives for the monitoring of DENV in Brazil, generating 227 novel genome sequences of DENV1-2 from 85 municipalities (2015–2019). This equated to an over 50% increase in the number of DENV genomes from Brazil available in public databases. Using both phylogenetic and epidemiological models we retrospectively reconstructed the recent transmission history of DENV1-2. Phylogenetic analysis revealed complex patterns of transmission, with both lineage co-circulation and replacement. We identified two lineages within the DENV2 BR-4 clade, for which we estimated the effective reproduction number and pattern of seasonality. Overall, the surveillance outputs and training initiative described here serve as a proof-of-concept for the utility of real-time portable sequencing for research and local capacity building in the genomic surveillance of emerging viruses