Fitoremediacja - alternatywa na czyste środowisko

Postęp przemysłowy i cywilizacyjny, oprócz bezsprzecznych korzyści, niesie za sobą degradację środowiska. Obiecujące możliwości w procesach remediacji – usuwania różnego rodzaju zanieczyszczeń z atmosfery, gleby i wody daje zastosowanie roślin. W fitoremediacji wykorzystuje się naturalną zdolność wybranych gatunków roślin do wzrostu i rozwoju w ekosystemach skażonych substancjami organicznymi i nieorganicznymi, a także ich pobierania i detoksykacji. Naturalne fitoremediatory powinny charakteryzować się rozwiniętym systemem korzeniowym, szybkim wzrostem, dużą produkcją biomasy, tolerancją na skażenia oraz zdolnością akumulowania kilku zanieczyszczeń jednocześnie. Ze względu na sposób, w jaki rośliny wpływają na oczyszczanie skażonych ekosystemów, wyróżnia się główne techniki fitoremediacji: fitoekstrakcję, fitodegradację, fitostabilizację, fitoewaporację i ryzofiltrację. W rzeczywistości jednak mechanizmy usuwania czy detoksykacji zanieczyszczeń są bardziej złożone i często wynikają z połączenia różnego rodzaju metod. Fitoremediacja – jak każda metoda – posiada niewątpliwe zalety, jak również pewne ograniczenia, ale generalnie uważana jest za metodę przyjazną środowisku, tanią, mało inwazyjną i akceptowalną społecznie. Technika ta jest powszechnie postrzegana jako alternatywa dla ingerujących w środowisko metod fizyko-chemicznych, które mogą przyczyniać się do wtórnych zanieczyszczeń gleby, wody oraz powietrza. Fitoremediacja znajduje szerokie zastosowanie na zdegradowanych terenach poprzemysłowych, gdzie pomaga przywrócić je do takiego stanu, aby mogły być użytkowane jako obszary rekreacyjne lub mieszkalne.Wojewódzki Fundusz Ochrony Środowiska i Gospodarki Wodnej w Białymstok

Phytochemical screening of Pulsatilla species and investigation of their biological activities

© 2019, The Author(s). We previously demonstrated that extracts from Echinacea purpurea material varied substantially in their ability to activate macrophages in vitro and that this variation was due to differences in their content of bacterial components. The purpose of the current study was to identify soil conditions (organic matter, nitrogen, and moisture content) that alter the macrophage activation potential of E. purpurea and determine whether these changes in activity correspond to shifts in the plant-associated microbiome. Increased levels of soil organic matter significantly enhanced macrophage activation exhibited by the root extracts of E. purpurea (p \u3c 0.0001). A change in soil organic matter content from 5.6% to 67.4% led to a 4.2-fold increase in the macrophage activation potential of extracts from E. purpurea. Bacterial communities also differed significantly between root materials cultivated in soils with different levels of organic matter (p \u3c 0.001). These results indicate that the level of soil organic matter is an agricultural factor that can alter the bacterial microbiome, and thereby the activity, of E. purpurea roots. Since ingestion of bacterial preparation (e.g., probiotics) is reported to impact human health, it is likely that the medicinal value of Echinacea is influenced by cultivation conditions that alter its associated bacterial community

Phytochemical screening of Pulsatilla species and investigation of their biological activities

The present study aimed to identify biologically active secondary metabolites from the rare plant species, Pulsatilla patens subsp. patens and the cultivated P. vulgaris subsp. vulgaris. Chromatographic fractionation of the ethanolic extract of the roots of P. patens subsp. patens resulted in the isolation of two oleanane-type glycosides identified as hederagenin 3-O-β-d-glucopyranoside (2.7 mg) and hederagenin 3-O-β-d-galactopyranosyl-(1→2)-β-d-glucopyranoside (3.3 mg, patensin). HPLC analysis of the methanolic extract of the crude root of P. patens subsp. patens and P. vulgaris subsp. vulgaris revealed the presence of Pulsatilla saponin D (hederagenin 3-O-α-l-rhamnopyranosyl(1→2)-[β-d-glucopyranosyl(1→4)]-α-l-arabinopyranoside). Chromatographic analysis using GC-MS of the silylated methanolic extracts from the leaves and roots of these species identified the presence of carboxylic acids, such as benzoic, caffeic, malic, and succinic acids. The extracts from Pulsatilla species were tested for their antifungal, antimicrobial, and antimalarial activities, and cytotoxicity to mammalian cell lines. Both P. patens subsp. patens and P. vulgaris subsp. vulgaris were active against the fungus Candida glabrata with the half-maximal inhibitory concentration (IC50) values of 9.37 µg/mL and 11 µg/mL, respectively. The IC50 values for cytotoxicity evaluation were in the range of 32–38 μg/mL for P. patens subsp. patens and 35–57 μg/mL for P. vulgaris subsp. vulgaris for each cell line, indicating general cytotoxic activity throughout the panel of evaluated cancer and noncancer cells

Abscisic acid induced a negative geotropic response in dark-incubated Chlamydomonas reinhardtii

© 2019, The Author(s). The phytohormone abscisic acid (ABA) plays a role in stresses that alter plant water status and may also regulate root gravitropism and hydrotropism. ABA also exists in the aquatic algal progenitors of land plants, but other than its involvement in stress responses, its physiological role in these microorganisms remains elusive. We show that exogenous ABA significantly altered the HCO3− uptake of Chamydomonas reinhardtii in a light-intensity-dependent manner. In high light ABA enhanced HCO3− uptake, while under low light uptake was diminished. In the dark, ABA induced a negative geotropic movement of the algae to an extent dependent on the time of sampling during the light/dark cycle. The algae also showed a differential, light-dependent directional taxis response to a fixed ABA source, moving horizontally towards the source in the light and away in the dark. We conclude that light and ABA signal competitively in order for algae to position themselves in the water column to minimise photo-oxidative stress and optimise photosynthetic efficiency. We suggest that the development of this response mechanism in motile algae may have been an important step in the evolution of terrestrial plants and that its retention therein strongly implicates ABA in the regulation of their relevant tropisms

Biosynthetic Pathways of Hormones in Plants

Phytohormones exhibit a wide range of chemical structures, though they primarily originate from three key metabolic precursors: amino acids, isoprenoids, and lipids. Specific amino acids, such as tryptophan, methionine, phenylalanine, and arginine, contribute to the production of various phytohormones, including auxins, melatonin, ethylene, salicylic acid, and polyamines. Isoprenoids are the foundation of five phytohormone categories: cytokinins, brassinosteroids, gibberellins, abscisic acid, and strigolactones. Furthermore, lipids, i.e., α-linolenic acid, function as a precursor for jasmonic acid. The biosynthesis routes of these different plant hormones are intricately complex. Understanding of these processes can greatly enhance our knowledge of how these hormones regulate plant growth, development, and physiology. This review focuses on detailing the biosynthetic pathways of phytohormones

Elementy ekotoksykologii. Wybrane metody analityczne

Zdigitalizowano i udostępniono w ramach projektu pn. Rozbudowa otwartych zasobów naukowych Repozytorium Uniwersytetu w Białymstoku – kontynuacja, dofinansowanego z programu „Społeczna odpowiedzialność nauki” Ministra Edukacji i Nauki na podstawie umowy BIBL/SP/0040/2023/01.Wydanie publikacji zostało sfinansowane ze środków Wydziału Biologiczno-Chemicznego Uniwersytetu w Białymstoku i Instytut Biologii Uniwersytetu w BiałymstokuAdomas B., Murawa D., Ćwiczenia z toksykologii środowiska. Wydawnictwo Uniwersytetu Warmińsko-Mazurskiego w Olsztynie, Olsztyn 2009.Alloway B.J., Ayres D.C., Chemiczne podstawy zanieczyszczenia środowiska. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 1999.Biziuk M. (pod red.), Pestycydy. Występowanie, oznaczanie i unieszkodliwianie. Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa 2001.Brzozowska A. (pod red.), Toksykologia żywności. Przewodnik do ćwiczeń. Wydawnictwo SGGW, Warszawa 2004.Dojlido J. (pod red.), Fizykochemiczne badanie wody i ścieków. Wydawnictwo Arkady, Warszawa 1999.Dojlido J., Zerbe J., Instrumentalne metody badania wody i ścieków. Wydawnictwo Arkady, Warszawa 1997.Dutkdewicz T. (pod red.), Ćwiczenia z toksykologii. Wydawnictwo Akademii Medycznej w Łodzi, Łódź 1969.Gadzała-Kopciuch R., Buszewski B. (pod red.), Fizykochemiczne metody analizy w chemii środowiskowej. Cz. I. Ćwiczenia laboratoryjne z analityki i kontroli w ochronie środowiska. Wydawnictwo Uniwersytetu Mikołaja Kopernika, Toruń 2003.Gadzała-Kopciuch R., Buszewski B. (pod red.), Fizykochemiczne metody analizy w chemii środowiskowej. Cz. II. Ćwiczenia laboratoryjne z ochrony wód i gleb. Wydawnictwo Uniwersytetu Mikołaja Kopernika, Toruń 2003.Jodynis-Liebert J., Młynarczyk W., Orłowski J., Zielińska-Psuja B., Seńczuk W., Ćwiczenia z toksykologii. Wydawnictwo Akademii Medycznej im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, Poznań 1995.Klaassen C. D., Watkins III J. B., Casarett&Doull, Podstawy toksykologii. MedPharm Polska, Wrocław 2014.Kołodziejczyk A., Naturalne związki organiczne. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2003.Krechniak J. (pod red.), Materiały do ćwiczeń z toksykologii. Wydawnictwo Akademii Medycznej w Gdańsku, Gdańsk 1996.Laskowski R., Migula P., Ekotoksykologia od komórki do ekosystemu. Powszechne Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa 2004.Manahan S. E., Toksykologia środowiska. Aspekty chemiczne i biochemiczne. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2006.Mutschler E., Geisslinger G., Kroemer H. K, Ruth P., Schaefer-Korting M., Farmakologia i toksykologia Mutschlera. MedPharm Polska, Wrocław 2010.OECD, Guidance Document On Acute Oral Toxicity. Environmental Health and Safety Monograph Series on Testing and Assessment No. 24, 2000.Piotrowski J. K (pod red.), Podstawy toksykologii. Kompendium dla studentów szkół wyższych. Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa 2006.Rozporządzenie Parlamentu Europejskiego i Rady (WE) nr 1333/2008 z dnia 16 grudnia 2008 r. w sprawie dodatków do żywności (wraz ze zmianami).Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 11 lutego 2004 r. w sprawie klasyfikacji dla prezentowania stanu wód powierzchniowych i podziemnych, sposobu prowadzenia monitoringu oraz sposobu interpretacji wyników i prezentacji stanu tych wód (Dz. U. z 2004 r. nr 32, poz. 284).Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 5 grudnia 2002 r. w sprawie wartości odniesienia dla niektórych substancji w powietrzu (Dz. U. z 2003 r. nr 1, poz. 12).Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 9 września 2002 r. w sprawie standardów j akości gleby oraz standardów jakości ziemi (Dz. U. z 2002 r. nr 165, poz. 1359).Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 2 września 2003 r. w sprawie kryteriów i sposobu klasyfikacji substancji i preparatów chemicznych (Dz. U. z 2003 r. nr 171, poz. 1666).Rozporządzenie Parlamentu Europejskiego i Rady (WE) nr 1272/2008 z dnia 16 grudnia 2008 r. w sprawie klasyfikacji, oznakowania i pakowania substancji i mieszanin, zmieniające i uchylające dyrektywy 67/548/EWG i 1999/45/WE oraz zmieniające rozporządzenie (WE) nr 1907/2006. Dz. Urz. UE L 351 z 31.12.2008 r., str. 1355).Seńczuk W. (pod red.), Toksykologia współczesna. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2012.Siemiński M., Środowiskowe zagrożenia zdrowia. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2001.Statham B., E213: Tabele dodatków i składników chemicznych. Wydawnictwo RM, Warszawa 2006.Stetkiewicz J., Toksyczność ostra - nowe testy alternatywne. Instytut Medycyny Pracy im. prof. J. Nofera w Łodzi. http://old.imp.lodz.pl/vitryna/vitryna03/2.%203R_%20Toksycznosc%20ostra.htmTimbrell J., Paradoks trucizn. Wydawnictwo Naukowo-Techniczne, Warszawa 2005.Ustawa z dnia 18 grudnia 2003 r. o ochronie roślin (Dz. U. z 2004 r. nr 11, poz. 94).Walker C. H., Hopkin S. P., Sibly R. M., Peakall D. B., Podstawy ekotoksykologii. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2002.Wytyczne dotyczące oznakowania i pakowania na podstawie rozporządzenia (WE) nr 1272/2008. Europejska Agencja Chemikaliów, 2011.Zakrzewski S. F., Podstawy toksykologii środowiska. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 1995

Rola brassinosteroidów w odpowiedzi roślin na niekorzystne czynniki środowiska

Brassinosteroidy stanowią szeroko rozpowszechnioną grupę steroidowych hormonów roślinnych. Występują w niskich stężeniach, a ich zawartość zależy od gatunku, tkanki oraz stadium rozwojowego rośliny. Obecność tych fitohormonów wykazano u glonów, mszaków, paprotników, roślin nagozalążkowych oraz okrytozalążkowych. Najbogatszym źródłem brassinosteroidów są ziarna pyłku oraz niedojrzałe nasiona. W pędach i liściach notuje się ich niższą zawartość. Występowanie brassinosteroidów wykazano także w korzeniach niektórych roślin. Brassinosteroidy wykazują wysoką aktywność biologiczną, wpływając na metabolizm, wzrost i rozwój roślin. Hormonom tym przypisuje się działania ochronne u roślin narażonych na stres biotyczny (patogeny wirusowe, bakteryjne, grzybowe) i abiotyczny (stres termiczny, wodny, solny i oksydacyjny, niedobór tlenu, metale ciężkie). W warunkach niskich temperatur (0-3°C) podnoszą odporność roślin na ochłodzenie oraz zwiększają przeżywalność roślin poddanych działaniu wysokich temperatur, stymulując syntezę białek szoku termicznego. Brassinosteroidy przyczyniają się do wzrostu masy korzeniowej i zwiększenia zawartości sacharozy. Stymulują aktywność syntetazy sacharozy pod wpływem stresu wodnego. W przypadku stresu solnego, hormony te przyspieszająkiełkowanie i rozwój nasion, hamują degradację barwników fotosyntetycznych oraz obniżają przepuszczalność błon plazmatycznych dla jonów sodowych. W warunkach stresu oksydacyjnego brassinosteroidy powodują wzrost aktywności antyoksydantów enzymatycznych oraz zawartości kwasu askorbinowego i karotenoidów. Brassinosteroidy ograniczają także akumulację metali ciężkich przez rośliny, wzmagają produkcję fitochelatyn.Wojewódzki Fundusz Ochrony Środowiska i Gospodarki Wodnej w Białymstok

A broad spectrum of host plant responses to the actions of the gall midge: case study of Robinia pseudoacacia L. and Obolodiplosis robiniae (Haldeman)

Abstract This study aims to provide insights into plant-insect interaction during the formation and development of open gall structure on the leaves of Robinia pseudoacacia during gall formation by Obolodiplosis robiniae. This was the first time such far-reaching studies were performed at a biochemical and anatomical level. The gall wall is created from a few thick cells covered with epidermis. This parenchymatous nutritive tissue is rich in starch. Sclerenchyma only occurs around the vascular bundles as a result of the lignification of the parenchyma of the bundle sheaths. The level of reactive oxygen species (ROS) in the new structure was reduced and catalase activity was inhibited, which suggests another pathway of ROS decomposition – e.g. by ascorbate or glutathione peroxidase. The gall structure was combined with an increasing level of protein and non-protein thiols. Phenols seems to be a good protective factor; whose level was lower in infected leaflets. Levels of MUFA (monosaturated fatty acids) and SFA (saturated fatty acids) rose, probably as source of food for insects. The amount of fatty acid is positively correlated with the plant response. We detected that non infected leaflets produced C6:0 (hexanoic acid) and C8:0 (octanoic acid) fatty acids connected with odor. Changes in gall color as they develop are connected with photosynthetic pigments degradation (mainly chlorophylls) where the pathway of astaxanthin transformation to fatty acid is considered to be the most important process during gall maturation. Nutritive tissue is composed mainly of octadecanoic acid (C18:0) – a main source of food for O. robiniae