Further Constituents Of Galianthe Thalictroides (rubiaceae) And Inhibition Of Dna Topoisomerases I And Iiα By Its Cytotoxic β-carboline Alkaloids

A new cytotoxic β-carboline alkaloid, 1-methyl-3-(2-hydroxypropan-2- yl)-2-(5-methoxy-9H-β-carbolin-1-yl)-cyclopentanol (1), was isolated from roots of Galianthe thalictroides, together with the alkaloid 1-(hydroxymethyl)-3-(2-hydroxypropan-2-yl)-2-(5-methoxy-9H-β-carbolin-1-yl) -cyclopentanol (2), the anthraquinones 1-methyl-alizarin and morindaparvin-A, the coumarin scopoletin, homovanillic alcohol, (-)-epicatechin, and the steroids stigmast-4-en-3-one, 4,22-stigmastadien-3-one, campest-4-en-3-one, stigmast-4-en-3,6-dione, 6-β-hydroxy-stigmast-4-en-3-one, stigmasterol, campesterol, β-sitosterol, and β-sitosterol-3-O-β-d- glucopyranoside. Among the previously known compounds, homovanillic alcohol is a novel finding in Rubiaceae, while 1-methyl-alizarin, morindaparvin-A, scopoletin, stigmast-4-en-3-one, 4,22-stigmastadien-3-one, campest-4-en-3-one, stigmast-4-en-3,6-dione, and 6-β-hydroxy-stigmast-4-en-3-one is reported for the first time in the genus Galianthe. The cytotoxic β-carboline alkaloids 1 and 2 exhibited potent antitopoisomerase I and IIα activities and strong evidence is provided for their action as topoisomerase IIα poisons and redox-independent inhibitors. © 2014 Elsevier Ltd. All rights reserved.24513581361Cabral, E.L., (2009) Ann. Missouri Bot. Garden, 96, p. 27Figueiredo, P.O., Garcez, F.R., Matos, M.F.C., Perdomo, R.T., Queiroz, L.M.M., Pott, A., Garcez, A.J.S., Garcez, W.S., (2011) Planta Med., 77, p. 1852Ishida, J., Wang, H.K., Bastow, K.F., Hu, C.Q., Lee, K.H., (1999) Bioorg. Med. Chem. Lett., 9, p. 3319Sobhani, A.M., Ebrahimi, S.A., Mahmoudian, M., (2002) J. Pharm. Pharm. Sci., 5, p. 19Cao, R., Peng, W., Chen, H., Ma, Y., Liu, X., Hou, X., Guan, H., Xu, A., (2005) Biochem. Biophys. Res. Commun., 338, p. 1557Cao, R., Peng, W., Wang, Z., Xu, A., (2007) Curr. Med. Chem., 14, p. 479Meester, C., (1995) Mutat. Res., 339, p. 139Taira, Z., Kanzawas, S., Dohara, C., Ishida, S., Matsumoto, M., Sakiya, Y., (1997) J. Toxicol. Environ. Health, 43, p. 83Balon, M., Munoz, M.A., Carmona, C., Guardado, P., Galan, M., (1999) Biophysics, 80, p. 41Siu, F.M., Pommier, Y., (2013) Nucleic Acids Res., 41, p. 10010Oppegard, L.M., Nguyen, T., Ellis, K.C., Hiasa, H., (2012) J. Nat. Prod., 75, p. 1485Auzanneau, C., Montaudon, D., Jacquet, R., Puyo, S., Pouységu, L., Deffieux, D., Elkaoukabi-Chaibi, A., Pourquier, P., (2012) Mol. Pharmacol., 82, p. 134Nitiss, J.L., (2009) Nat. Rev. Cancer, 9, p. 327Wang, J.C., (2009) Untangling the Double Helix, , Cold Spring Harbor Laboratory Press New York Chapter 6Holm, C., Goto, T., Wang, J.C., Botstein, D., (1985) Cell, 41, p. 553Nitiss, J.L., (2009) Nat. Rev. Cancer, 9, p. 338Pommier, Y., Leo, E., Zhang, H., Marchand, C., (2010) Chem. Biol., 17, p. 421Wijnsma, R., Verpoorte, R., (1986) Progress in the Chemistry of Organic Natural Products, 49, pp. 79-149. , W. Herz, H. Grisebach, G.W. Kirby, Ch. Tamm, Springer Vienna Chapter 2Chang, P., Lee, K.H., Shingu, T., Hirayama, T., Hall, I.H., Huang, H.C., (1982) J. Nat. Prod., 45, p. 206Chang, P., Lee, K.H., (1984) Phytochemistry, 23, p. 1733Vasconcelos, J.M.J., Silva, A.M.S., Cavaleiro, J.A.S., (1998) Phytochemistry, 49, p. 1421Pouchert, C.J., Behnke, J., (1993) The Aldrich Library of 13C and 1H FT NMR Spectra, , Aldrich Chemical Company Milwaukee p 412Tanaka, J.C.A., Da Silva, C.C., Dias Filho, B.P., Nakamura, C.V., De Carvalho, J.E., Foglio, M.A., (2005) Quim. Nova, 28, p. 834Cui, E.J., Park, H.J., Wu, Q., Chung, I.S., Kim, J.Y., Baek, N.I., (2010) J. Appl. Biol. Chem., 53, p. 77Yayli, N., Yildirim, N., Usta, A., Özkurt, S., Akgün, V., Turk, J., (2003) Chemistry, 27, p. 749Jain, P.S., Bari, S.B., (2010) Asian J. Plant Sci., 9, p. 163Monks, A., Scudiero, D., Skehan, P., Shoemaker, R., Paull, K., Vistica, D., Hose, C., Boyd, M., (1991) J. Natl. Cancer Inst., 83, p. 757Houghton, P., Fang, R., Techatanawat, I., Steventon, G., Hylands, P.J., Lee, C.C., (2007) Methods, 42, p. 377Bauer, D.L.V., Marie, R., Rasmussen, K.H., Kristensen, A., Mir, K.U., (2012) Nucleic Acids Res., 40, p. 11428Sinha, B.K., (1995) Drugs, 49, p. 11Baxter, J., Sen, N., Martínez, V.L., De Carandini, M.E.M., Schvartzman, J.B., Diffley, J.F.X., Aragón, L., (2011) Science, 331, p. 1328Ledzewicz, U., Schättler, H., Gahrooi, M.R., Dehkordi, S.M., (2013) Math. Biosci. Eng., 10, p. 803Wang, Y., Zhou, R., Liliemark, J., Gruber, A., Lindemalm, S., Albertioni, F., Liliemark, E., (2001) Leuk. Res., 25, p. 133Funayama, Y., Nishio, K., Wakabayashi, K., Nagao, M., Shimoi, K., Ohira, T., Hasegawa, S., Saijo, N., (1996) Mutat. Res., 349, p. 183Wang, H., Mao, Y., Chen, A.Y., Zhou, N., Lavoie, E.J., Liu, L.F., (2001) Biochemistry, 40, p. 3316Bandele, O.J., Osheroff, N., (2007) Biochemistry, 46, p. 609

Bioatividade de três espécies vegetais nativas da Floresta Atlântica brasileira frente ao microcrustáceo Artemia salina

Este trabalho teve por objetivo a investigação fitoquímica e propriedades antioxidantes de extratos das folhas de Trigynaea oblongifolia Schltdl (Annonaceae), Ottonia frutescens Trel (Piperaceae), e Bathysa australis (St Hill) Hooz (Rubiaceae), bem como avaliar, in vitro, a letalidade frente ao microcrustáceo Artemia salina Leach. Os extratos foram preparados por maceração em metanol 10% (p/v) por sete dias, à temperatura ambiente. A atividade antioxidante dos extratos foi determinada pela metodologia que utiliza o radical estável DPPH. A toxicidade dos extratos foi avaliada frente ao microcrustáceo A. salina. Os extratos de O. frutescens e B. australis apresentaram as seguintes classes de metabólitos secundários: Alcalóides, Antraquinonas, Cumarinas, Polifenóis (Taninos), Saponinas. Nos extratos de T. oblongifolia, além dos metabólitos citados anteriormente, foi detectada a presença de Flavonóides. A atividade antioxidante, observada em 30 minutos na concentração de 24 µg/mL de extrato, foi de: O. frutescens - 38,3%, T. oblongifolia - 32,3%, e B. australis - 32,1%. A Concentração Letal, CL50, dos extratos em A. salina foi de: O. frutescens - 149,75 ± 1,02 µg/mL, T. oblongifolia - 148,8 ± 1,74 µg/mL, e B. australis - 684 ± 9,04 µg/mL. Neste contexto, destacamos as espécies, nativas da Floresta Atlântica, O. frutescens e T. oblongifolia de grande potencial na bioprospecção de moléculas biologicamente ativas