Structural and Functional Comparison of SARS-CoV-2-Spike Receptor Binding Domain Produced in Pichia pastoris and Mammalian Cells

The yeast Pichia pastoris is a cost-effective and easily scalable system for recombinant protein production. In this work we compared the conformation of the receptor binding domain (RBD) from SARS-CoV-2 Spike protein expressed in P. pastoris and in the well established HEK-293T mammalian cell system. RBD obtained from both yeast and mammalian cells was properly folded, as indicated by UV-absorption, circular dichroism and tryptophan fluorescence. They also had similar stability, as indicated by temperature-induced unfolding (observed Tm were 50 °C and 52 °C for RBD produced in P. pastoris and HEK-293T cells, respectively). Moreover, the stability of both variants was similarly reduced when the ionic strength was increased, in agreement with a computational analysis predicting that a set of ionic interactions may stabilize RBD structure. Further characterization by HPLC, size-exclusion chromatography and mass spectrometry revealed a higher heterogeneity of RBD expressed in P. pastoris relative to that produced in HEK-293T cells, which disappeared after enzymatic removal of glycans. The production of RBD in P. pastoris was scaled-up in a bioreactor, with yields above 45 mg/L of 90% pure protein, thus potentially allowing large scale immunizations to produce neutralizing antibodies, as well as the large scale production of serological tests for SARS-CoV-2.Fil: Zelada, Alicia Mercedes. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Departamento de Fisiología, Biología Molecular y Celular; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Biodiversidad y Biología Experimental y Aplicada. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biodiversidad y Biología Experimental y Aplicada; ArgentinaFil: Auge, Gabriela Alejandra. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Blaustein, Matías. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; ArgentinaFil: Bredeston, Luis María. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Houssay. Instituto de Química y Físico-Química Biológicas "Prof. Alejandro C. Paladini". Universidad de Buenos Aires. Facultad de Farmacia y Bioquímica. Instituto de Química y Físico-Química Biológicas; ArgentinaFil: Corapi, Enrique Sebastian. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Craig, Patricio Oliver. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales; ArgentinaFil: Cossio, Leandro Andres. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Departamento de Fisiología, Biología Molecular y Celular. Laboratorio de Agrobiotecnología; Argentina. Ministerio de Relaciones Exteriores, Comercio Interno y Culto. Dirección Nacional del Antártico. Instituto Antártico Argentino; ArgentinaFil: Dain, Liliana Beatriz. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; Argentina. Dirección Nacional de Instituto de Investigación. Administración Nacional de Laboratorios e Institutos de Salud "Dr. Carlos G. Malbrán". Centro Nacional de Genética Médica; ArgentinaFil: D’Alessio, Cecilia. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; ArgentinaFil: Elias, Fernanda. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Parque Centenario. Instituto de Ciencia y Tecnología "Dr. César Milstein". Fundación Pablo Cassará. Instituto de Ciencia y Tecnología "Dr. César Milstein"; ArgentinaFil: Fernández, Natalia Brenda. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Gasulla, Javier. Universidad Nacional de La Plata. Facultad de Ciencias Exactas. Centro de Investigaciones del Medio Ambiente - Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Centro Científico Tecnológico Conicet - La Plata. Centro de Investigaciones del Medio Ambiente; Argentina. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; ArgentinaFil: Gorojovsky, Natalia. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales; ArgentinaFil: Gudesblat, Gustavo Eduardo. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Herrera, Maria Georgina. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Ibañez, Lorena Itatí. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Química, Física de los Materiales, Medioambiente y Energía. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Química, Física de los Materiales, Medioambiente y Energía; ArgentinaFil: Idrovo Hidalgo, Tommy. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; ArgentinaFil: Iglesias Randon, Matías. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales; Argentina. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Farmacia y Bioquímica. Departamento de Química Biológica; ArgentinaFil: Kamenetzky, Laura. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Houssay. Instituto de Investigaciones en Microbiología y Parasitología Médica. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Medicina. Instituto de Investigaciones en Microbiología y Parasitología Médica; ArgentinaFil: Nadra, Alejandro Daniel. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Noseda, Diego Gabriel. Universidad Nacional de San Martín. Instituto de Investigaciones Biotecnológicas. - Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Parque Centenario. Instituto de Investigaciones Biotecnológicas; ArgentinaFil: Pavan, Carlos Humberto. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Houssay. Instituto de Química y Físico-Química Biológicas "Prof. Alejandro C. Paladini". Universidad de Buenos Aires. Facultad de Farmacia y Bioquímica. Instituto de Química y Físico-Química Biológicas; ArgentinaFil: Pavan, Maria Florencia. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Química, Física de los Materiales, Medioambiente y Energía. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Química, Física de los Materiales, Medioambiente y Energía; ArgentinaFil: Pignataro, María Florencia. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Roman, Ernesto Andres. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Houssay. Instituto de Química y Físico-Química Biológicas "Prof. Alejandro C. Paladini". Universidad de Buenos Aires. Facultad de Farmacia y Bioquímica. Instituto de Química y Físico-Química Biológicas; ArgentinaFil: Ruberto, Lucas Adolfo Mauro. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Houssay. Instituto de Nanobiotecnología. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Farmacia y Bioquímica. Instituto de Nanobiotecnología; Argentina. Ministerio de Relaciones Exteriores, Comercio Interno y Culto. Dirección Nacional del Antártico. Instituto Antártico Argentino; ArgentinaFil: Rubinstein, Natalia. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; ArgentinaFil: Santos, Javier. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas; Argentina. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Departamento de Química Biológica; ArgentinaFil: Velázquez Duarte, Francisco. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biociencias, Biotecnología y Biología Traslacional.; Argentina. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales; ArgentinaFil: Zelada, Alicia Mercedes. Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas. Oficina de Coordinación Administrativa Ciudad Universitaria. Instituto de Biodiversidad y Biología Experimental y Aplicada. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Instituto de Biodiversidad y Biología Experimental y Aplicada; Argentin

Role of monoglucosylated oligosaccharides in glycoprotein folding facilitation in Schzosaccharomyces pombe

El retículo endoplasmático (RE) es el compartimiento de varias modificación post-traduccionales y plegamiento de proteínas destinadas a secreción, a membrana plasmática o a organelas del sistema endocítico. Una de las modificaciones post-traduccionales mas frecuentes, la N-glicosilación, está relacionada con el plegamiento de las proteínas ya que sin la adición de N-glicanos, numerosas especies proteicas son incapaces de alcanzar su conformación nativa. Los intermediarios de plegamiento, las proteínas oligoméricas no totalmente ensambladas, las proteínas mal plegadas y los agregados son selectivamente retenidos en el RE. El transporte hacia el aparato de Golgi ocurre solamente cuando las proteínas se han plegado y ensamblado correctamente. El mecanismo que asegura la funcional de las proteínas que salen del RE, ha sido denominado “control de calidad del plegamiento de glicoproteínas". En la mayoría de los eucariotas la N-glicosilación comienza con la transferencia de un oligosacárido de composición Glc3Man9GlcNAc2 desde un intermediario lipídico (dolicol difosfato) a la secuencia Asn-X-Ser/Thr de proteínas nacientes en el RE. Las tres glucosas terminales del oligosacárido transferido son inmediatamente removidas pordos glucosidasas del RE, I y II (GI y GII). Parodi y colaboradores demostraron la existencia de una reglucosilación transitoria de los N-oligosacáridos libres de glucosa dentro del RE por la acción de la enzima luminal UDP-Glc:glicoproteína glucosiltransferasa (GT). Esta enzima glucosila glicoproteínas, en ensayos libres de células, sólo si éstas han sido previamente desnaturalizadas. Por esta característica especial se ha propuesto a la GT como posible sensor del estado conformacional de las glicoproteínas en el RE. Los oligosacáridos monoglucosilados, que se generan por la deglucosilación parcial por la GI (encargada de remover la glucosa más externa) y GII (encargada de remover las dos glucosas más internas) y por la actividad de la GT, permiten la interacción de las glicoproteínas con dos lectinas del RE, la calreticulina (CRT) y/o calnexina (CNX). Esta interacción facilita el plegamiento de las glicoproteínas, evita la formación de agregados, permite la interacción de las glicoproteínas unidas a CNX con otras chaperonas del RE y constituye un mecanismo para retener en el RE las estructuras proteicas mal plegadas. En la levadura de fisión Schizosaccharomyces pombe existen todos los componentes del modelo de control de calidad de glicoproteínas en el RE, ya que esta levadura expresa actividad GT y posee un homólogo de CNX. Además, el oligosacárido transferido a polipéptidos nacientes es Glc3Man9GlcNAc2 y este compuesto es procesado en el RE a Man9GlcNAc2, indicando la presencia de actividades GI y GII. La disrupción del gen que codifica la CNX en S. pombe ha resultado ser letal para estas células. Sin embargo una mutante deficiente en actividad GT (mutante gpt1) obtenida en nuestro laboratorio no posee ningún fenotipo distintivo. Esto planteó el interrogante de cuál es la importancia y el rol de la formación de oligosacáridos monoglucosilados en el plegamiento de glicoproteínas en estas levaduras. En este trabajo se realizaron además experimentos destinados a analizar si una conformación mal plegada es condición suficiente para para la glucosilación de todos los olgosacáridos N-unidos a proteínas por la GT in vivo, tal como ocurre in vitro. En este trabajo de Tesis se presentan evidencias genéticas de la estructura heterodimérica propuesta para la GII. La GII de S. pombe está compuesta de dos subunidades GIIα y GIIβ. La actividad catalítica está presente en la subunidad GIIα, que carece de señal conocida para permanecer en el RE. La subunidad GIIβ posee en el extremo C-temiinal el tetrapéptido VDEL, homólogo a conocidas señales de retención/recuperación en el lumen del RE. En S. pombe la CNX es esencial para la viabilidad celular. Sin embargo, la disrupción del gen que codifica para GIIα abolió totalmente la formación de oligosacáridos monoglucosilados, tanto por deglucosilación del compuesto transferido a las proteinas como por reglucosilación mediada por la GT. Estas mutantes de S. pombe resultaron viables a todas las temperaturas ensayadas. Esto significa que la CNX y no los oligosacáridos monoglucosilados son esenciales para esta levadura en condiciones normales de crecimiento. Si bien la formación de oligosacáridos monoglucosilados no es esencial para la viabilidad celular, células defectivas total (mutantes GIIα-) o parcialmente (mutantes GIIβ- o GT-) en la formación de oligosacáridos monoglucosilados presentaron una acumulación de proteínas mal plegadas en el RE en ausencia de estrés adicional. Esto se evidenció por la inducción de mensajeros que codifican para chaperonas del RE (respuesta a proteínas mal plegadas o UPR). La acumulación de proteínas mal plegadas en estas mutantes se evidenció además por la presencia en sus glicoproteínas de una mayor proporción de oligosacáridos con estructuras específicas del RE y no del aparato de Golgi. Los glicanos sintetizados por estas mutantes son similares a los obtenidos cuando se agregó a células salvajes un agente reductor que provoca un mal plegamiento en las glicoproteínas que se están sintetizando en el RE. Tal como fue descripto para células de mamifero, en células intactas de S. pombe la formación de oligosacáridos monoglucosilados reduce la velocidad de plegamiento, pero incrementa su eficiencia. Esto fue evidenciado por una comparación de la cantidad de carboxipeptidasa y la velocidad de llegada a la vacuola de esta proteína en células salvajes y GIIα-. Este resultado indicó que los oligosacáridos monoglucosilados están involucrados en la facilitación del plegamiento de las glicoproteínas de S. pombe. La formación de proteínas mal plegadas causada tanto por el agregado de una agente que impide la formación de puentes disulfuro (ditiotreitol) a células intactas, como por un shock de calor, no fueron condiciones suficientes para la glucosilación in vivo mediada por la GT. dichos tratamientos no resultaron en un aumento generalizado de la glucosilación. La explicación para este resultado podría estar en las restricciones de la GT para reconocer sus sustratos: aparentemente la GT sólo glucosilaría glicoproteínas que presentan una estructura parcial o un intermediario del plegamiento con flexibilidad limitada, ausente en las formas completamente desplegadas. Estos resultados sugieren que las glicoproteínas que se pliegan en el RE son sometidas al sistema de control de calidad del plegamiento en las etapas finales del proceso de plegamiento.The endoplasmic reticulum (ER) is the intracellular location of some post-translational modifications and folding of proteins destined to secretion, to the plasma membrane or to organelles of the endocytic system. N-glycosylation is one of the most frequent modifications. This modification is related to protein folding, as many species are unable of properly fold without N-glycan addition. Folding intermediates, incomplete assembled oligomers, misfolded proteins and aggregates are selectively retained in the ER. Transport to Golgi compartments takes place only if proteins are in their native conformation and properly assembled. The mechanism that ensures the functionality of proteins that exit the ER, is the so called “quality control of glycoprotein folding”. In most eucariotic cells, N-glycosylation is initiated on transfer of an oligosaccharide (Glc3Man9GlcNAc2)from a lipid-carrier (dolichyl diphosphate), to the sequence Asn-X-Ser/Thr in nascent proteins in the ER. The three terminal glucose residues of the transferred oligosaccharide are irnmediately trimmed by two ER glucosidases, I and II (GI and GII). Parodi and coworkers demonstrated the occurrence of transient reglucosylation of glucose-free N-linked oligosaccharides in the ER by a lumenal enzyme, the UDP-Glc:glycoprotein glucosyltransferase (GT). This enzyme glucosylates glycoproteins in a cell-free assay, only if they have been previously denatured. For this especial feature, GT has been proposed as a possible sensor of glycoprotein conformation in the ER. Monoglucosylated oligosaccharides can be generated by partial deglucosylation by of GI (that removes the most terminal glucose) and GII (that trims both inner glucose residues), or by GT. Monoglucosylated oligosaccharides allow interaction of glycoproteins with two ER lectins, calnexin (CNX) and/or calreticulin (CRT). This interaction facilitates glycoprotein folding, avoids aggregation of glycoproteins, allows interaction of bound glycoproteins with the ER chaperone system and constitutes a retaining mechanism of misfolded glycoproteins in the ER. The fission yeast Schizosaccharomyces pombe has the three elements of the quality control of glycoprotein folding in the ER as this yeast expresses a GT activity and a CNX homologue. In addition, the oligosaccharide transferred to nascent polypeptides is Glc3Man9GlcNAc2 and this compound is processed in the ER to Man9GlcNac2 indicating the presence of both GI and GII activities. The disruption of the gene encoding CNX in S. pombe has been shown to be lethal. However, a mutant lacking GT activity (gpt1) obtained in our laboratory had no discernible phenotype. This raised the question of the actual importance of monoglucosylated oligosaccharide formation in glycoprotein folding in this yeast and its role in glycoprotein folding. Further work reported here was performed in order to test whether a misfolded conformation is a sufficient condition for in vivo glucosylation of all N-linked oligosaccharides by GT as was observed in vitro. Results presented herein provide genetic support for a proposed heterodimeric structure of GII. S. pombe GII appears to be composed by two subunits GIIα and GIIβ. Catalytic activity is contained in GIIα subunit, which in turn lacks any known ER retrieval signal. GIIβ has in its C-terminal sequence the tetrapeptide VDEL, homologous to known lumenal ER retrieval signal. A model is proposed in which GII β-subunit functions as the retrieval element of GII α-subunit to the ER. CNX resulted essential for S. pombe viability. However, GIIα subunit disruption completely abolished the formation of monoglucosylated oligosaccharides, both by deglucosylation of the transferred compound as by GT-mediated reglucosylation. This mutant was viable at all temperatures tested. It was concluded that CNX but not monoglucosylated oligosaccharides is essential for this yeast. Although monoglucosylated oligosaccharide formation is not essential for cell viability, cells totally (GIIα minus) or partially (GIIβ or GT minus) defective in monoglucosylated oligosaccharide formation showed accumulation of misfolded proteins in the ER in the absence of any exogenous stress. This was evidenced by the induction of mRNAs encoding ER chaperones (unfolded protein response). Besides, misfolding of glycoproteins in those mutants was reveled by the much higher proportion of protein-linked oligosaccharides having ER-specific structures and lacking Golgi-specific modifications. Glycans synthesized by the mutants displayed sizes similar to those found when a reducing agent that prevents proper protein folding in the ER was added to wild type cells. As was described for mammalian cells, also in intact S. pombe cells formation of monoglucosylated oligosaccharide decreased the folding rate but increased the folding efficiency as judged by comparison of amounts and rates of arrival of carboxypeptidase Y to the vacuole in wild type and GIIα minus cells. This result indicated that monoglucosylated glycans are indeed involved in glycoprotein folding facilitation in the fission yeast. Protein misfolding caused both by addition of a reagent that prevents disulfide bond formation (dithiothreitol) to intact cells as well as by a heat shock treatment were not conditions sufficient for in vivo GT-mediated glucosylation. Those treatments did not result in a generalized glycoprotein glucosylation. The explanation for this result may lie in GT restrictions to recognize its substrates. Apparently GT only glucosylates partially structured conformers or folding interrnediates bearing a limited flexibility that is absent in less structured species. These results suggest that glycoproteins are mainly subjected to ER quality control in the last folding stages.Fil:D’Alessio, Cecilia. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales; Argentina

Protein Fibrillation Lag Times During Kinetic Inhibition

AbstractProtein aggregation is linked to more than 30 human pathologies, including Alzheimer’s and Parkinson’s diseases. Since small oligomers that form at the beginning of the fibrillation process probably are the most toxic elements, therapeutic strategies involving fibril fragmentation could be detrimental. An alternative approach, named kinetic inhibition, aims to prevent fibril formation by using small ligands that stabilize the parent protein. The factors that govern fibrillation lag times during kinetic inhibition are largely unknown, notwithstanding their importance for designing effective long-term therapies. Inhibitor-bound species are not likely to be incorporated into the core of mature fibrils, although their presence could alter the kinetics of the fibrillation process. For instance, inhibitor-bound species may act as capping elements that impair the nucleation process and/or fibril growth. Here, we address this issue by studying the effect of two natural inhibitors on the fibrillation behavior of lysozyme at neutral pH. We analyzed a set of 79 fibrillation curves obtained in lysozyme alone and a set of 37 obtained in the presence of inhibitors. We calculated the concentrations of the relevant species at the beginning of the curves using the inhibitor-binding constants measured under the same experimental conditions. We found that inhibitor-bound protein species do not affect fibrillation onset times, which are mainly determined by the concentration of unbound protein species present in equilibrium. In this system, knowledge of the fibrillation kinetics and inhibitor affinities suffices to predict the effect of kinetic inhibitors on fibrillation lag times. In addition, we developed a new methodology to better estimate fibrillation lag times from experimental curves

Development of a Cost-Effective Process for the Heterologous Production of SARS-CoV-2 Spike Receptor Binding Domain Using <i>Pichia pastoris</i> in Stirred-Tank Bioreactor

SARS-CoV-2 was identified as the pathogenic agent causing the COVID-19 pandemic. Among the proteins codified by this virus, the Spike protein is one of the most-external and -exposed. A fragment of the Spike protein, named the receptor binding domain (RBD), interacts with the ACE2 receptors of human cells, allowing the entrance of the viruses. RBD has been proposed as an interesting protein for the development of diagnosis tools, treatment, and prevention of the disease. In this work, a method for recombinant RBD production using Pichia pastoris as a cell factory in a stirred-tank bioreactor (SRTB) up to 7 L was developed. Using a basal saline medium with glycerol, methanol, and compressed air in a four-stage procedure, around 500 mg/L of the raw RBD produced by yeasts (yRBD) and 206 mg/L of purified (>95%) RBD were obtained. Thereby, the proposed method represents a feasible, simple, scalable, and inexpensive procedure for the obtention of RBD for diagnosis kits and vaccines’ formulation

Synchronization of procyclic <i>T. brucei</i> and analysis of TbWee1 protein expression during different stages of the cell cycle.

<p>(A) Cells were synchronized with 0.2 mM hydroxyurea for 12 h, then HU was washed out and the cells were stained with propidium iodide and analyzed for 12 hs by flow cytometry performed every 2 h. (B) The percentages of cells in G1, S and G2/M phases were determined by the ModFitLT software. (C) Protein extracts from S, G2/M and G1 were separated by 12 % SDS-PAGE and electroblotted on nitrocellulose membranes. His-tagged recombinant TbWee1 (10 µg) was used as a positive control. Blots were incubated with anti-TbWee1 polyclonal antibody (1:1000) (lanes 1, 3, 5: 20 µg; lanes 2, 4, 6: 40 µg). An antibody recognizing β-tubulin (1:5000) was used as the load control.</p

Amplification and purification of TbWee1-6xHis fusion protein to produce anti-TbWee1 polyclonal antibodies.

<p>(A) SDS–PAGE analysis of lysates obtained from <i>Escherichia coli</i> IPTG.induced (I) and non-induced (NI) cell cultures transformed with pDEST17-TbWee1. Upper panel: Coomassie Brilliant Blue staining. Lower panel: Western-blot analysis with anti-histidine tag antibody (1:5000). The arrow indicates the position of the ~70 kDa recombinant protein. (B) Purification steps of rTbwee1-6xHis fusion protein were monitored by 12 % SDS-PAGE analysis. The lysate was loaded onto a Ni-agarose column. Flow-through (F), washes (W, 1–3), and eluted fractions (250 mM imidazol, E 1–3) were analyzed by 12% SDS-PAGE stained with Coomassie Brilliant Blue. (C) Western blot analysis of rTbWee1 expression with polyclonal anti-TbWee1 antibody. Protein extracts of the <i>T. brucei</i> bloodstream form (lane 1), the <i>T. brucei</i> procyclic form (lane 2) and the recombinant TbWee1-6xHis (lane 3) were separated by 10 % SDS-PAGE and electroblotted on nitrocellulose membrane. Blots were incubated with anti-TbWee1 polyclonal antibody (1:1000) and revealed by chemiluminescence.</p

Rescue of a <i>Schyzosaccharomyces pombe</i> Wee1 mutant by TbWee1.

<p>(A) <i>S. pombe</i> ∆Wee1 mutants were transformed with the pREP3x vector or with pREP3x in which <i>S. pombe</i> Wee1 or TbWee1 was cloned. Fission yeast were cultured on solid media in the presence (+thia) or absence (-thia) of 15 µM thiamine. Lower panel: <i>S. pombe</i> cells expressing wild type Wee1. (B) DAPI staining of <i>S. pombe</i> cells transformed with pREP3x TbWee1 grown in the absence of thiamine. Average cell size in <i>S. pombe</i> yeasts complemented with TbWee1 was 16,3 µm, with 55% of the population in the 10-15 µm range. Average cell size in control <i>S. pombe</i> yeasts was 10,4 µm, with 57% of the population in the 5-10 µm range. n=100. Bar= 100 µm.</p

Effects of TbWee1 knockdown on the procyclic form of <i>T. brucei</i> cells.

<p>(A) Cells of strain 29-13 harboring the TbWee1-RNAi construct were incubated in culture medium with (+ Tet) or without (-Tet) 2.5 µg/ml tetracycline at 28°C. The cell growth rate was monitored daily, and the cell number was plotted in a logarithmic scale. The insets show the intracellular mRNA level after 3 days of RNAi as monitored by Northern blot. RNAr was used as loading control. Western blot of extracts of induced and non-induced cells were analyzed with anti-TbWee1 antibody (Right inset). (B) Time course of RNAi-induced <i>T. brucei</i> procyclic-form. Cells were stained with propidium iodide and subjected to FACS analysis to measure DNA content. The percentages of cells in G1, S and G2/M phases were determined with the ModFitLT software and plotted on the right panel. </p

Autophosphorylation of recombinant TbWee1-6xHis fusion protein.

<p>Phosphorylation reactions were performed in the absence or presence of 40 µg of rTbWee1-6xHis expressed in the baculovirus system, in a mixture containing 5 µCi [γ-32P]-ATP (6000 Ci/mmol, NEN) for 10 min at 30°C. Reaction products were resolved by 12 % SDS-PAGE and visualized by autoradiography. Membranes were revealed with anti-histidine tag antibody (1:5000) and anti-phosphotyrosine antibodies (1:1000).</p