Molecular and metabolic optimization of Leishmania tarentolae for glycoproteins production of biotechnological interest

A produção de glicoproteínas terapêuticas possui alto custo devido a necessidade de utilização de cultura de células de mamíferos que dependem de meios de cultivo complexos e caros e possuem baixo rendimento de produção. Leishmania tarentolae, um protozoário tripanossomátideo não patogênico para mamíferos, tem sido sugerido como um sistema alternativo para expressão heteróloga de glicoproteínas devido a existência de métodos eficientes de expressão heteróloga, ser facilmente adaptado para produção em alta escala e depender de meios de cultura de baixo custo. Além disso, este protozoário apresenta modificações pós- traducionais ausentes em bactérias e leveduras, organismos mais utilizados para produção industrial de proteínas recombinantes. O Interferon-β, é uma proteína utilizada em tratamentos de doenças como esclerose múltipla, as suas glicosilações são extremamente relevantes para suas funções biológicas. Embora o perfil de glicosilação de proteínas expressas em L. tarentolae seja semelhante a mamíferos, existem algumas diferenças no perfil de carboidratos presentes nas terminações das cadeias glicídicas devido à ausência de enzimas de biossínteses e incorporação de ácido siálico. Nesta tese foi desenvolvido e otimizado uma plataforma de expressão de glicoproteínas utilizando linhagens de L. tarentolae geneticamente otimizadas para síntese de glicoproteínas em alta escala mais estáveis com incorporação de ácido siálico na extremidade da cadeia glicídica e sua aplicação na produção de Interferon-β humano. Além da validação da produção do Interferon-β, também foi realizado caracterização de seus glicanos e validação de sua atividade para regulação de inflamação em modelo murinho, demonstrando que esta nova linhagem geneticamente otimizada de L. tarentolae é adequada para produção em larga escala de glicoproteínas terapêuticas. Palavras-chave: Leishmania tarentolae. Interferon-β. Proteínas terapêuticas. GlicosilaçãoThe production of therapeutic glycoproteins is expensive due to the need to use mammalian cell cultures that depend on complex and expensive culture media and have low yield of production. Leishmania tarentolae, a non-pathogenic mammalian trypanosomatid protozoan, has been suggested as an alternative system for heterologous expression of glycoproteins due to the existence of efficient methods of heterologous expression, it is easily adapted for high-scale production and depending on low-cost culture media. In addition, this protozoan presents post- translational modifications absent in bacteria and yeasts, organisms most used for industrial production of recombinant proteins. Interferon-β is a protein used in the treatment of diseases such as multiple sclerosis, its glycosylations are extremely relevant to its biological functions. Although the glycosylation profile of proteins expressed in L. tarentolae is similar to mammals, there are some differences in the profile of carbohydrates present at the ends of the sugar chains due to the absence of biosynthesis enzymes and sialic acid incorporation. Here, we developed and optimized a platform using genetically optimized L. tarentolae strains for the synthesis of more stable high-scale glycoproteins with sialic acid incorporation at the end of the sugar chain and its application in the production of human Interferon-β. In addition to validating the production of Interferon-β, characterization of its glycans and validation of its activity for regulating inflammation in a murine model was also performed, demonstrating that this new genetically optimized strain of L. tarentolae is suitable for large-scale production of glycoproteins therapeutics. Keywords: Leishmania tarentolae. Interferon-β. Therapeutic proteins. Glycosylation

Development of glycoprotein’s production platform by heterologous expression of sialyltransferase and interferon-beta in Leishmania tarentolae

A produção de glicoproteínas terapêuticas possui alto custo devido à necessidade de utilização de cultura de células de mamíferos que dependem de meios de cultivo complexos e caros, além de possuírem baixo rendimento de produção. Leishmania tarentolae, um protozoário não patogênico para mamíferos, tem sido sugerido como um sistema alternativo para expressão heteróloga de glicoproteínas devido à existência de métodos eficientes de expressão heteróloga, ser facilmente adaptado para produção em alta escala de baixo custo. Além disso, este protozoário apresenta modificações pós- traducionais ausentes em bactérias e leveduras, organismos mais utilizados para produção industrial de proteínas recombinantes. Entre elas, a proteína interferon-β. Esta é uma molécula glicosilada utilizada no tratamento de doenças neurodegenerativas inflamatórias e autoimunes, como a esclerose múltipla e a artrite reumatoide. Embora o perfil de glicosilação de proteínas expressas em L. tarentolae seja semelhante ao de mamíferos, existem algumas diferenças no perfil de carboidratos presentes nas terminações das cadeias glicídicas devido à ausência de enzimas de biossínteses e incorporação de ácido siálico. A presente proposta de projeto, portanto, teve como objetivo o desenvolvimento de uma plataforma de expressão de interferon-β utilizando linhagens de L. tarentolae selvagem e geneticamente otimizadas para síntese de glicoproteínas com potencial incorporação de ácido siálico na extremidade da cadeia glicídica, proporcionando uma ação mais eficaz das proteínas e reduzindo os custos de produção. As abordagens utilizadas, que visaram entender mais sobre as vias metabólicas encontradas nestes organismos utilizando dados de genômica e metabolômica, indicaram uma alternativa de tornar o sistema de expressão em L. tarentolae mais otimizado pela expressão heteróloga de sialiltransferase, enzima ausente nestes organismos. As linhagens geneticamente modificadas foram obtidas por transfecção com genes otimizados para o gênero Leishmania. A integração das sequências heterólogas de sialiltransferase e IFN-β foi confirmada por PCR e pela presença de transcritos obtidos por RT-PCR. Ensaios de eletroforese em gel de poliacriamida e marcação de proteínas com anticorpos específicos (anti-his e anti-IFN-β) também confirmaram produção heteróloga de proteína nas linhagens selecionadas.The production of therapeutic glycoproteins is expensive due to need to use mammalian cell culture that depend of complex and expensive culture media and have low yield of production. Leishmania tarentolae, a non-pathogenic trypanosomal protozoan for mammals, has been suggested as an alternative system for heterologous expression of glycoproteins due to the existence of efficient methods for heterologous expression, it is easily adapted for high-scale production using culture media with low cost. In addition, this protozoan presents post-translational modifications absent in bacteria and yeasts, organisms most used for the industrial production of recombinant proteins. Among them, the interferon-β protein is a glycosylated molecule used in the treatment of inflammatory and autoimmune neurodegenerative diseases, such as multiple sclerosis and rheumatoid arthritis. Although the glycosylation profile of proteins expressed in L. tarentolae is similar to mammals, there are some differences in the carbohydrate profile present in the endings of the glycidic chains due to the absence of biosynthesis enzymes and the incorporation of sialic acid. The present project proposal aims to develop a interferon-β expression platform using wild type and genetically optimized L. tarentolae strains for glycoprotein synthesis with potential sialic acid incorporation at the end of the glycine chain providing a more effective action of proteins with reduced costs. The approaches used to understand more about the metabolic pathways found in these organisms using genomic and metabolomic data indicated an alternative to make the L.tarentolae expression system more optimized by the heterologous expression of sialyltransferase, an enzyme absent in these organisms. The genetically modified strains were obtained by transfection with genes optimized for the genus Leishmania. Integration of the heterologous sialyltransferase and IFN-β sequences was confirmed by PCR and the presence of transcripts obtained by RT-PCR. Polyacrylamide gel electrophoresis and labeling of proteins with specific antibodies (anti- his and anti-IFN-β) also confirmed heterologous protein production in the selected lineages

Differential abundances of four forms of binder of SPerm 1 in the seminal plasma of Bos taurus indicus bulls with different patterns of semen freezability

The Binder of SPerm 1 (BSP1) protein is involved in the fertilization and semen cryopreservation processes and is described to be both beneficial and detrimental to sperm. Previously, the relationship of BSP1 with freezability events has not been completely understood. The objective of this work was to determine the differential abundance of the forms of the BSP1 protein in cryopreserved seminal plasma of Bos taurus indicus bulls with different patterns of semen freezability using proteomics. A wide cohort of adult bulls with high genetic value from an artificial insemination center was used as donors of high quality, fresh semen. Nine bulls presenting different patterns of semen freezability were selected. Two-dimensional gel electrophoresis showed differential abundance in a group of seven protein spots in the frozen/thawed seminal plasma from the bulls, ranging from 15 to 17 kDa, with pI values from 4.6 to 5.8. Four of these spots were confirmed to be BSP1 using mass spectrometry, proteomics, biochemical, and computational analysis (Tukey's test at P < 0.05). The protein spot weighing 15.52 ± 0.53 kDa with a pI value of 5.78 ± 0.12 is highlighted by its high abundance in bulls with low semen freezability and its absence in bulls presenting high semen freezability. This is the first report showing that more than two forms of BSP1 are found in the seminal plasma of Nelore adult bulls and not all animals have a similar abundance of each BSP1 form. Different BSP1 forms may be involved in different events of fertilization and the cryopreservation process

Monitoring the Establishment of VOC Gamma in Minas Gerais, Brazil: A Retrospective Epidemiological and Genomic Surveillance Study

Since its first identification in Brazil, the variant of concern (VOC) Gamma has been associated with increased infection and transmission rates, hospitalizations, and deaths. Minas Gerais (MG), the second-largest populated Brazilian state with more than 20 million inhabitants, observed a peak of cases and deaths in March&ndash;April 2021. We conducted a surveillance study in 1240 COVID-19-positive samples from 305 municipalities distributed across MG&rsquo;s 28 Regional Health Units (RHU) between 1 March to 27 April 2021. The most common variant was the VOC Gamma (71.2%), followed by the variant of interest (VOI) zeta (12.4%) and VOC alpha (9.6%). Although the predominance of Gamma was found in most of the RHUs, clusters of Zeta and Alpha variants were observed. One Alpha-clustered RHU has a history of high human mobility from countries with Alpha predominance. Other less frequent lineages, such as P.4, P.5, and P.7, were also identified. With our genomic characterization approach, we estimated the introduction of Gamma on 7 January 2021, at RHU Belo Horizonte. Differences in mortality between the Zeta, Gamma and Alpha variants were not observed. We reinforce the importance of vaccination programs to prevent severe cases and deaths during transmission peaks

Field and classroom initiatives for portable sequence-based monitoring of dengue virus in Brazil

This work was supported by Decit, SCTIE, Brazilian Ministry of Health, Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico - CNPq (440685/ 2016-8, 440856/2016-7 and 421598/2018-2), Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - CAPES - (88887.130716/2016-00), European Union’s Horizon 2020 Research and Innovation Programme under ZIKAlliance Grant Agreement (734548), STARBIOS (709517), Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro – FAPERJ (E-26/2002.930/2016), International Development Research Centre (IDRC) Canada (108411-001), European Union’s Horizon 2020 under grant agreements ZIKACTION (734857) and ZIKAPLAN (734548).Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil / Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil / Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Leônidas e Maria Deane. Laboratório de Ecologia de Doenças Transmissíveis na Amazônia. Manaus, AM, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Mato Grosso do Sul. Laboratório Central de Saúde Pública. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado da Bahia. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Milton Bezerra Sobral. Recife, PE, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso. Cuiabá, MT, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Distrito Federal. Brasília, DF, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Universidade Federal da Bahia. Vitória da Conquista, BA, Brazil.Laboratorio Central de Salud Pública. Asunción, Paraguay.Fundação Oswaldo Cruz. Bio-Manguinhos. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, BrazilFundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, BrazilMinistério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Instituto de Investigaciones en Ciencias de la Salud. San Lorenzo, Paraguay.Secretaria de Estado de Saúde de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Milton Bezerra Sobral. Recife, PE, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Distrito Federal. Brasília, DF, Brazil.Secretaria de Saúde de Feira de Santana. Feira de Santana, Ba, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Hospital das Forças Armadas. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Universidade Nova de Lisboa. Instituto de Higiene e Medicina Tropical. Lisboa, Portugal.University of Sydney. School of Life and Environmental Sciences and School of Medical Sciences. Marie Bashir Institute for Infectious Diseases and Biosecurity. Sydney, NSW, Australia.University of KwaZulu-Natal. College of Health Sciences. KwaZulu-Natal Research Innovation and Sequencing Platform. Durban, South Africa.University of Oxford. Peter Medawar Building. Department of Zoology. Oxford, UK.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Estadual de Feira de Santana. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Universidade de Brasília. Brasília, DF, Brazil.Universidade Salvador. Salvador, BA, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Hantaviroses e Rickettsioses. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Leônidas e Maria Deane. Laboratório de Ecologia de Doenças Transmissíveis na Amazônia. Manaus, AM, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Faculdade de Medicina Veterinária. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Faculdade de Medicina Veterinária. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Paraná. Curitiba, PR, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Rondônia. Porto Velho, RO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Amazonas. Manaus, AM, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Rio Grande do Norte. Natal, RN, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso. Cuiabá, MT, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Noel Nutels. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, SP, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.University of Oxford. Peter Medawar Building. Department of Zoology. Oxford, UK.Instituto Nacional de Enfermedades Virales Humanas Dr. Julio Maiztegui. Pergamino, Argentina.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Instituto de Salud Pública de Chile. Santiago, Chile.Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos Dr. Manuel Martínez Báez. Ciudad de México, México.Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas Dr Carlos G Malbrán. Buenos Aires, Argentina.Ministerio de Salud Pública de Uruguay. Montevideo, Uruguay.Instituto Costarricense de Investigación y Enseñanza em Nutrición y Salud. Tres Ríos, Costa Rica.Instituto Nacional de Investigacion en Salud Publica Dr Leopoldo Izquieta Pérez. Guayaquil, Ecuador.Instituto Nacional de Investigacion en Salud Publica Dr Leopoldo Izquieta Pérez. Guayaquil, Ecuador.Universidade Federal de Pernambuco. Recife, PE, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte. MG, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Secretaria de Saúde de Feira de Santana. Feira de Santana, BA, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Brazil experienced a large dengue virus (DENV) epidemic in 2019, highlighting a continuous struggle with effective control and public health preparedness. Using Oxford Nanopore sequencing, we led field and classroom initiatives for the monitoring of DENV in Brazil, generating 227 novel genome sequences of DENV1-2 from 85 municipalities (2015–2019). This equated to an over 50% increase in the number of DENV genomes from Brazil available in public databases. Using both phylogenetic and epidemiological models we retrospectively reconstructed the recent transmission history of DENV1-2. Phylogenetic analysis revealed complex patterns of transmission, with both lineage co-circulation and replacement. We identified two lineages within the DENV2 BR-4 clade, for which we estimated the effective reproduction number and pattern of seasonality. Overall, the surveillance outputs and training initiative described here serve as a proof-of-concept for the utility of real-time portable sequencing for research and local capacity building in the genomic surveillance of emerging viruses