Gender Differences in COVID-19 Among Liver Transplant Recipients: Results from a Multicenter Brazilian Cohort

Introduction: Existing literature presents varying perspectives on the impact of COVID-19 on liver transplant recipients.However, no research has specifically investigated the role of gender differences in the manifestation of COVID-19 among liver transplant recipients. This study aims to examine the effects of COVID-19 on liver transplant recipients, with a focus on gender differences in disease presentation and progression. Methods: Conducted as a multicenter historical cohort study, this research collected patient records through an online questionnaire. Assessing COVID-related mortality was the main objective. Additionally, demographic, clinical, and laboratory data pertaining to disease presentation and progression werecollected. Results: The study included a total of 283 patients, of whom 76 were female and 206 were male. The median follow-up period for males was 99 days (IQR 38-283), while for females, it was 126 days (IQR 44-291). A higher prevalence of cardiovascular disease was observed in males (p=0.002). Females frequently experienced a loss of smell (p=0.021), whereas males commonly exhibited fever (p=0.031). Levels of ALT and gamma-glutamyl transferase were significantly elevated in males (p=0.008 and 0.004, respectively). Although there was a trend towards increased mortality in males, it did not reach statistical significance. Conclusion: This study is the first attempt to investigate gender differences in COVID-19 among liver transplant recipients. Our findings highlight the need for a comprehensive and personalised approach to treating this patient population and underscore the importance of further elucidating the disease presentation in these individuals

Distribution of 14C-atrazine in humic substances of two soils and the remobilization of its bound residues in fulvic acids

Objetivou-se avaliar em condições de laboratório, a distribuição dos resíduos ligados do herbicida 14C-atrazina em substâncias húmicas de dois solos do Estado de São Paulo, bem como a remobilização dos seus resíduos ligados em ácidos fúlvicos. Os solos utilizados foram: Latossolo Vermelho Escuro e Glei Húmico. No estudo de distribuição aplicou-se em 100 g de cada solo (base seca) o produto radioativo na concentração de 10,38μg i.a. g-1 solo. Em paralelo, realizou-se uma outra incubação com os dois tipos de solo, porém utilizando-se a atrazina técnica (produto frio) com o objetivo de obter-se resíduos ligados em ácidos fúlvicos para o ensaio da atividade microbina. Avaliou-se a mineralização em um período de incubação de 63 dias, os resíduos extraíveis utilizando-se o sistema de solvente acetonitrila:água 8:2 v/v, os resíduos ligados através do método de combustão seca e subsequente fracionamento da matéria orgânica. No estudo da remobilização utilizou-se os mesmos solos descritos anteriormente, aplicando-se os seguintes tratamentos: 100g solo (base seca) + 1 ,5g de palha de milho;100 g solo + 0,2g glicose + 0,2 g peptona e 100 g solo (controle). A solução do resíduo ligado de 14C-atrazina em ácidos fúlvicos, obtida do ensaio de distribuição, foi previamente ajustada à pH 6,5, com carbonato de potássio, e aplicada em cada frasco de vidro contendo os solos e os tratamentos, numa quantidade até atingir 60% da capacidade de campo. O período de incubação foi de 49 dias e a metodologia para avaliar o desprendimento de 14CO2, extração por solventes, combustão dos resíduos ligados e fracionamento da matéria orgânica foi idêntica ao do ensaio de distribuição. A dessorção foi feita utilizando-se uma solução de CaCl2 0,01M. Para identificação dos metabólitos e/ou composto original, utilizou-se co-cromatografia de camada delgada, com o sistema de solventes clorofórmio:acetona:ácido acético:água (50:30:15:1 v/v/v/v). A atividade microbiana foi determinada pelo método repirométrico utilizando-se glicose 14C e o de biomassa microbiana pelo método de fumigação-extração, analisado em delineamento experimental inteiramente casualizado, em esquema fatorial 3x2. Os resultados obtidos indicaram que: a) o herbicida atrazina apresenta uma baixa mineralização, e ainda menor no solo Glei Húmico, indicando que neste solo a mineralização é um processo de pouca importância na detoxificação da atrazina; b) a formação de resíduos ligados é uma forma importante de dissipação de atrazina nesses solos, principalmente no GH. As maiores porcentagens de resíduos ligados de atrazina estão nas frações humina e ácido fúlvico, seguido pelo ácido húmico; c) nos dois solos a hidroxiatrazina é o principal metabólito; d) para os dois tipos de solo, grande parte dos resíduos ligados de 14C-atrazina em ácidos fúlvicos permanecem nesta fração, sendo pequena a remobilização para os ácidos húmicos e humina; e) a adição de palha de milho e glocose + peptona, não influencia a mineralização nem a disponibilidade dos resíduos ligados de 14C-atrazina em ácidos fúlvicos; f) ao término do estudo de remobilização, nas frações disponíveis (dessorvido + extraído ), a atrazina é completamente degradada à hidroxiatrazina ( em maior proporção) e desetilatrazina.The experiment was carried out under laboratory conditions in order to know the distribution of 14C-atrazine bound residues in humic substances of Hapludox and Umbraquults soils from São Paulo State, and the remobilization of its bound residues in fulvic acids. In the distribution test it was applied 10.38 μg aj. g-1 of radiolabeled compound into 100 g of soil (dry basis). Another soil incubation with technical atrazine only was also made in order to get the fulvic acids for the microbial activity measurement. The mineralization was evaluated during 63 days, the extractable and the bound residues were obtained through acetonitrile:water (8:2, v/v) extraction and organic matter fractionation, respectively. In the remobilization test, with the same soil samples as before, were applied com straw and glucose plus peptone in some treatments in order to stimulate the micro-organisms. Neutralised solutions of fulvic acids, with 14C-atrazine bound residues from the distribution test, were applied into the soils (100 g dry basis) unti160% of the water holding capacity of each soil was obtained. They were left for 49 days under incubation and the 14CO2 evolution, solvent extraction, organic matter fractionation, and oxidation were similar to the distribution test. The desorption extract was obtained with 0,01 moI L-1 CaCl2 solution. Parent compound and metabolites were identified through thin layer co-chromatography using chloroform:aceton:acetic acid:water (50:30:15:1) solvent system. The microbial activity was determined by soil respiration method using 14C-glucose and the microbial biomass by fumigation-extraction method under completely randomised design and factorial experiment of 3x2. The results showed that: a) atrazine presented a low mineralization on both soils and it was lower in the Umbraquults soil indicating that in this type of soil the mineralization was not a main process of detoxification of the compound; b) the bound residues formation is an important way of dissipation of atrazine from these soils, and mainly on the Umbraquults soil. The highest percentage of bound residues was found in the humin and fulvic acids and followed by the humic acids fractions; c) the main metabolite found on both soils was the hydroxiatrazine; d) the greatest part of 14C-atrazine bound residues in fulvic acids of both soils presented in this same fraction, showing very small remobilization into humic acids and humin fractions; e) com straw and glucose plus peptone did not influenced the mineralization nor the availability of 14C-atrazine bound residues in fulvic acids; f) at the end of the incubation period the desorption and extraction extracts showed that the atrazine was completely degraded to hydroxiatrazine and at very small proportion to the desethylatrazine

Distribution of 14C-atrazine in humic substances of two soils and the remobilization of its bound residues in fulvic acids

Objetivou-se avaliar em condições de laboratório, a distribuição dos resíduos ligados do herbicida 14C-atrazina em substâncias húmicas de dois solos do Estado de São Paulo, bem como a remobilização dos seus resíduos ligados em ácidos fúlvicos. Os solos utilizados foram: Latossolo Vermelho Escuro e Glei Húmico. No estudo de distribuição aplicou-se em 100 g de cada solo (base seca) o produto radioativo na concentração de 10,38μg i.a. g-1 solo. Em paralelo, realizou-se uma outra incubação com os dois tipos de solo, porém utilizando-se a atrazina técnica (produto frio) com o objetivo de obter-se resíduos ligados em ácidos fúlvicos para o ensaio da atividade microbina. Avaliou-se a mineralização em um período de incubação de 63 dias, os resíduos extraíveis utilizando-se o sistema de solvente acetonitrila:água 8:2 v/v, os resíduos ligados através do método de combustão seca e subsequente fracionamento da matéria orgânica. No estudo da remobilização utilizou-se os mesmos solos descritos anteriormente, aplicando-se os seguintes tratamentos: 100g solo (base seca) + 1 ,5g de palha de milho;100 g solo + 0,2g glicose + 0,2 g peptona e 100 g solo (controle). A solução do resíduo ligado de 14C-atrazina em ácidos fúlvicos, obtida do ensaio de distribuição, foi previamente ajustada à pH 6,5, com carbonato de potássio, e aplicada em cada frasco de vidro contendo os solos e os tratamentos, numa quantidade até atingir 60% da capacidade de campo. O período de incubação foi de 49 dias e a metodologia para avaliar o desprendimento de 14CO2, extração por solventes, combustão dos resíduos ligados e fracionamento da matéria orgânica foi idêntica ao do ensaio de distribuição. A dessorção foi feita utilizando-se uma solução de CaCl2 0,01M. Para identificação dos metabólitos e/ou composto original, utilizou-se co-cromatografia de camada delgada, com o sistema de solventes clorofórmio:acetona:ácido acético:água (50:30:15:1 v/v/v/v). A atividade microbiana foi determinada pelo método repirométrico utilizando-se glicose 14C e o de biomassa microbiana pelo método de fumigação-extração, analisado em delineamento experimental inteiramente casualizado, em esquema fatorial 3x2. Os resultados obtidos indicaram que: a) o herbicida atrazina apresenta uma baixa mineralização, e ainda menor no solo Glei Húmico, indicando que neste solo a mineralização é um processo de pouca importância na detoxificação da atrazina; b) a formação de resíduos ligados é uma forma importante de dissipação de atrazina nesses solos, principalmente no GH. As maiores porcentagens de resíduos ligados de atrazina estão nas frações humina e ácido fúlvico, seguido pelo ácido húmico; c) nos dois solos a hidroxiatrazina é o principal metabólito; d) para os dois tipos de solo, grande parte dos resíduos ligados de 14C-atrazina em ácidos fúlvicos permanecem nesta fração, sendo pequena a remobilização para os ácidos húmicos e humina; e) a adição de palha de milho e glocose + peptona, não influencia a mineralização nem a disponibilidade dos resíduos ligados de 14C-atrazina em ácidos fúlvicos; f) ao término do estudo de remobilização, nas frações disponíveis (dessorvido + extraído ), a atrazina é completamente degradada à hidroxiatrazina ( em maior proporção) e desetilatrazina.The experiment was carried out under laboratory conditions in order to know the distribution of 14C-atrazine bound residues in humic substances of Hapludox and Umbraquults soils from São Paulo State, and the remobilization of its bound residues in fulvic acids. In the distribution test it was applied 10.38 μg aj. g-1 of radiolabeled compound into 100 g of soil (dry basis). Another soil incubation with technical atrazine only was also made in order to get the fulvic acids for the microbial activity measurement. The mineralization was evaluated during 63 days, the extractable and the bound residues were obtained through acetonitrile:water (8:2, v/v) extraction and organic matter fractionation, respectively. In the remobilization test, with the same soil samples as before, were applied com straw and glucose plus peptone in some treatments in order to stimulate the micro-organisms. Neutralised solutions of fulvic acids, with 14C-atrazine bound residues from the distribution test, were applied into the soils (100 g dry basis) unti160% of the water holding capacity of each soil was obtained. They were left for 49 days under incubation and the 14CO2 evolution, solvent extraction, organic matter fractionation, and oxidation were similar to the distribution test. The desorption extract was obtained with 0,01 moI L-1 CaCl2 solution. Parent compound and metabolites were identified through thin layer co-chromatography using chloroform:aceton:acetic acid:water (50:30:15:1) solvent system. The microbial activity was determined by soil respiration method using 14C-glucose and the microbial biomass by fumigation-extraction method under completely randomised design and factorial experiment of 3x2. The results showed that: a) atrazine presented a low mineralization on both soils and it was lower in the Umbraquults soil indicating that in this type of soil the mineralization was not a main process of detoxification of the compound; b) the bound residues formation is an important way of dissipation of atrazine from these soils, and mainly on the Umbraquults soil. The highest percentage of bound residues was found in the humin and fulvic acids and followed by the humic acids fractions; c) the main metabolite found on both soils was the hydroxiatrazine; d) the greatest part of 14C-atrazine bound residues in fulvic acids of both soils presented in this same fraction, showing very small remobilization into humic acids and humin fractions; e) com straw and glucose plus peptone did not influenced the mineralization nor the availability of 14C-atrazine bound residues in fulvic acids; f) at the end of the incubation period the desorption and extraction extracts showed that the atrazine was completely degraded to hydroxiatrazine and at very small proportion to the desethylatrazine

Uso da giberelina GA3 na seleção do porte de bananeira das cultivares prata e prata-anã

Este trabalho teve como objetivo desenvolver metodologia de seleção do porte em bananeira mediante o emprego de giberelina. Foi desenvolvido em condições controladas de casa de vegetação da Embrapa Mandioca e Fruticultura Tropical, localizada em Cruz das Almas - BA (12° 48' 38" de latitude sul e 39° 06'26" de longitude oeste de Greenwich), no período de setembro de 2002 a janeiro de 2003. Para a comparação de diferentes portes de plantas das cultivares Prata-Anã e Prata-Gigante, foram testadas diferentes doses de ácido giberélico (0; 3,0; 14,0; 29,0; 59,0 e 145 µmol L-1), avaliando-se aos 30 e 60 dias após o plantio, altura da planta e altura da primeira folha. Avaliaram-se também o diâmetro do caule, massas fresca e seca da parte aérea e da raiz, e altura da segunda folha, aos 60 dias após o plantio. A concentração que provocou o maior efeito nos caracteres considerados foi de 84 µmol L-1, sendo que, na variável altura da planta, aos 60 dias foi a de 90,26 µmol L-1. Para todas as variáveis estudadas, observou-se um ponto de máximo em torno da dose de 90 µmol L-1 de giberelina. A concentração de 94,13 µmol L-1 de ácido giberélico (GA3) foi a mais eficiente na identificação precoce do porte de genótipos de Prata-Anã e Prata-Gigante. O momento adequado para efetuar a separação dos genótipos de diferentes portes é aos 60 dias após o plantio, e a variável que deve ser observada no instante da seleção, é a altura da segunda folha

Direito privado e contemporaneidade: desafios e perspectivas do direito privado no século XXI: volume II

- Divulgação dos SUMÁRIOS das obras recentemente incorporadas ao acervo da Biblioteca Ministro Oscar Saraiva do STJ. Em respeito à Lei de Direitos Autorais, não disponibilizamos a obra na íntegra.- Localização na estante: 347 D598p- Felipe Peixoto Braga Netto e Michael César Silva são os organizadores da obra

Field and classroom initiatives for portable sequence-based monitoring of dengue virus in Brazil

This work was supported by Decit, SCTIE, Brazilian Ministry of Health, Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico - CNPq (440685/ 2016-8, 440856/2016-7 and 421598/2018-2), Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - CAPES - (88887.130716/2016-00), European Union’s Horizon 2020 Research and Innovation Programme under ZIKAlliance Grant Agreement (734548), STARBIOS (709517), Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro – FAPERJ (E-26/2002.930/2016), International Development Research Centre (IDRC) Canada (108411-001), European Union’s Horizon 2020 under grant agreements ZIKACTION (734857) and ZIKAPLAN (734548).Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil / Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil / Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil Latin American Genomic Surveillance Arboviral Network.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Leônidas e Maria Deane. Laboratório de Ecologia de Doenças Transmissíveis na Amazônia. Manaus, AM, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Mato Grosso do Sul. Laboratório Central de Saúde Pública. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado da Bahia. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Milton Bezerra Sobral. Recife, PE, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso. Cuiabá, MT, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Distrito Federal. Brasília, DF, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Organização Pan-Americana da Saúde / Organização Mundial da Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde Coordenação Geral das Arboviroses. Brasília, DF, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Universidade Federal da Bahia. Vitória da Conquista, BA, Brazil.Laboratorio Central de Salud Pública. Asunción, Paraguay.Fundação Oswaldo Cruz. Bio-Manguinhos. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral dos Laboratórios de Saúde Pública. Brasília, DF, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, BrazilFundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, BrazilMinistério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Instituto de Investigaciones en Ciencias de la Salud. San Lorenzo, Paraguay.Secretaria de Estado de Saúde de Mato Grosso do Sul. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Campo Grande, MS, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros. Goiânia, GO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Milton Bezerra Sobral. Recife, PE, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Distrito Federal. Brasília, DF, Brazil.Secretaria de Saúde de Feira de Santana. Feira de Santana, Ba, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte, MG, Brazil.Hospital das Forças Armadas. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Universidade Nova de Lisboa. Instituto de Higiene e Medicina Tropical. Lisboa, Portugal.University of Sydney. School of Life and Environmental Sciences and School of Medical Sciences. Marie Bashir Institute for Infectious Diseases and Biosecurity. Sydney, NSW, Australia.University of KwaZulu-Natal. College of Health Sciences. KwaZulu-Natal Research Innovation and Sequencing Platform. Durban, South Africa.University of Oxford. Peter Medawar Building. Department of Zoology. Oxford, UK.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Estadual de Feira de Santana. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Universidade de Brasília. Brasília, DF, Brazil.Universidade Salvador. Salvador, BA, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Ezequiel Dias. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Flavivírus. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Hantaviroses e Rickettsioses. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Leônidas e Maria Deane. Laboratório de Ecologia de Doenças Transmissíveis na Amazônia. Manaus, AM, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Faculdade de Medicina Veterinária. Belo Horizonte, MG, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Faculdade de Medicina Veterinária. Belo Horizonte, MG, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Paraná. Curitiba, PR, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Rondônia. Porto Velho, RO, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Amazonas. Manaus, AM, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado do Rio Grande do Norte. Natal, RN, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública do Estado de Mato Grosso. Cuiabá, MT, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Professor Gonçalo Moniz. Salvador, BA, Brazil.Laboratório Central de Saúde Pública Noel Nutels. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, SP, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Instituto Evandro Chagas. Ananindeua, PA, Brasil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.Universidade de São Paulo. Instituto de Medicina Tropical. São Paulo, SP, Brazil.University of Oxford. Peter Medawar Building. Department of Zoology. Oxford, UK.Instituto Nacional de Enfermedades Virales Humanas Dr. Julio Maiztegui. Pergamino, Argentina.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Gorgas Memorial Institute for Health Studies. Panama, Panama.Instituto de Salud Pública de Chile. Santiago, Chile.Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos Dr. Manuel Martínez Báez. Ciudad de México, México.Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas Dr Carlos G Malbrán. Buenos Aires, Argentina.Ministerio de Salud Pública de Uruguay. Montevideo, Uruguay.Instituto Costarricense de Investigación y Enseñanza em Nutrición y Salud. Tres Ríos, Costa Rica.Instituto Nacional de Investigacion en Salud Publica Dr Leopoldo Izquieta Pérez. Guayaquil, Ecuador.Instituto Nacional de Investigacion en Salud Publica Dr Leopoldo Izquieta Pérez. Guayaquil, Ecuador.Universidade Federal de Pernambuco. Recife, PE, Brazil.Secretaria de Saúde do Estado de Minas Gerais. Belo Horizonte. MG, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Brasília, DF, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, RJ, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Universidade Federal de Ouro Preto. Ouro Preto, MG, Brazil.Fundação Hemocentro de Ribeirão Preto. Ribeirão Preto, SP, Brazil.Secretaria de Saúde de Feira de Santana. Feira de Santana, BA, Brazil.Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas. Belo Horizonte, MG, Brazil.Brazil experienced a large dengue virus (DENV) epidemic in 2019, highlighting a continuous struggle with effective control and public health preparedness. Using Oxford Nanopore sequencing, we led field and classroom initiatives for the monitoring of DENV in Brazil, generating 227 novel genome sequences of DENV1-2 from 85 municipalities (2015–2019). This equated to an over 50% increase in the number of DENV genomes from Brazil available in public databases. Using both phylogenetic and epidemiological models we retrospectively reconstructed the recent transmission history of DENV1-2. Phylogenetic analysis revealed complex patterns of transmission, with both lineage co-circulation and replacement. We identified two lineages within the DENV2 BR-4 clade, for which we estimated the effective reproduction number and pattern of seasonality. Overall, the surveillance outputs and training initiative described here serve as a proof-of-concept for the utility of real-time portable sequencing for research and local capacity building in the genomic surveillance of emerging viruses