ARAÚJO, M. da C. da R.

CHAGAS, E. A.

COUCEIRO, M. A.

MOURA, E. A. de

SILVA, M. L.

SILVA, S. da

MOURA, E. A. de.

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Cultivo In Vitro de sementes de camu-camu sob diferentes concentrações do meio MS de sacarose.

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 CULTIVO IN VITRO DE SEMENTES DE CAMU-CAMU SOB DIFERENTES CONCENTRAÇÕES DO MEIO MS E DE SACAROSE1  MARCELA LIEGE DA SILVA2; EDVAN ALVES CHAGAS3; MARIA DA CONCEIÇÃO DA ROCHA ARAÚJO2; MARCIO AKIRA COUCEIRO4;  SAMUEL DA SILVA5; ELIAS ARIEL DE MOURA5  INTRODUÇÃO O camu-camu ou araçá d’água Myrciaria dubia (H. B. K.) McVough, é uma espécie frutífera nativa da Amazônia encontrado normalmente às margens dos rios, lagos e igapós. Encontra-se distribuído desde a parte leste do Pará, passando pelo médio e alto Rio Amazonas e parte oriental da Cordilheira dos Andes (Bacia Amazônica) no Peru. Ocorre em países como Colômbia, Venezuela, Guiana Inglesa e Bolívia. No Brasil, também ocorre nas margens de todos os rios que deságuam no rio Amazonas, passando pelos estados de Rondônia, Mato Grosso e Tocantins (YUYAMA et al., 2010). No Brasil, a principal utilização é como polpa, e vem sendo disponibilizada no norte do país, para produção de diversos produtos, como refresco, sorvete, picolé, polpa de fruta, geléia, licor caseiro, xarope, xampu e marmelada. A polpa do camu-camu possui elevado teor de ácido ascórbico (vitamina C), cerca de 6112 mg 100g-1 de polpa, o que foi encontrado em frutos coletados na região leste do estado de Roraima, nas margens do rio Urubu, (YUYAMA, 2002). Devido a esta importância, a multiplicação vegetativa do camu-camu vem sendo estudada visando maior produtividade, uniformidade de produção, precocidade na frutificação bem como garantir as qualidades desejáveis da planta-mãe (YUYAMA et al., 2010).                                                            Apoio financeiro da CAPES, CNPq e FEMARH  1Parte do trabalho de dissertação do autor. 2Doutoranda do curso de Conservação e Biodiversidade da Amazônia (Rede Bionorte), Boa Vista-RR, marcelaliege@yahoo.com.br; nilmacoly@hotmail.com. 3Pesquisador da Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária (Embrapa), Rodovia BR 174, km 08, C.P.133, Distrito industrial, CEP 69301-970, Boa Vista-RR, echagas@cpafrr.embrapa.br. Bolsista Produtividade em Pesquisa do CNPq 4Professor Escola Agrotécnica/UFRR, Boa Vista-RR, biofabrica@ufrr.com.br. 5Discente do curso de Agronomia, CCA/UFRR, samuel.agr@hotmail.com; eliasariel90@gmail.com.     505 O cultivo in vitro é um método promissor para as espécies nativas, principalmente o camu-camu, gerando pomares com populações de plantas homogêneas além de acelerar os métodos de propagação convencional (SOUSA; SILVA; VIEIRA, 2007). Nesta forma de propagação, utilizam-se meios nutritivos determinados para que as plantas se desenvolvam, com formulações de acordo com as necessidades de cada vegetal. As condições in vitro se assemelham àquelas necessárias para que as plantas se desenvolvam no ambiente, como energia proveniente da luz, água, elementos minerais, entre outros (TAIZ; ZEIGER, 2004). A sacarose é a fonte de carboidrato mais utilizada na micropropagação (GEORGE; SHERRINGTON, 1984), influenciando vários processos metabólicos das culturas cultivadas in vitro como o crescimento e diferenciação dos tecidos, além de manter a osmolaridade adequada do meio (SKREBSKY; NICOLOSO; FERRÃO, 2004). Neste contexto, esse trabalho foi realizado com o objetivo de determinar a melhor concentração de sacarose para o crescimento e desenvolvimento de plântulas de camu-camu.  MATERIAL E MÉTODOS As sementes de camu-camu foram coletadas no município de Porto Velho-RO, no período de outubro de 2011 e foram extraídas manualmente de frutos maduros e de tamanho homogêneo, separadas com auxílio de uma peneira, lavadas em água corrente para retirada dos resíduos de polpa e de casca.  Logo após, foram acondicionadas em um recipiente de 20 litros e cobertas totalmente com água potável (YUYAMA, 2011), em seguida, foram escarificadas com auxílio de uma esponja grossa de cozinha com a finalidade de retirar o excesso de mucilagens e penugens, lavadas com água corrente e tratadas com solução contendo hipoclorito de sódio (2%).  As sementes foram mantidas por 1 hora em solução fúngica constituída de Derosal 500500® (5 mL L-1) combinado com Cerconil® ( 2 g L-1). Após, as sementes foram lavadas em água corrente e transportadas à câmara de fluxo laminar, onde permaneceram imersas em álcool 70% por 5 minutos. Posteriormente, as sementes foram submetidas à solução hipoclorito de sódio a 2% por 25 minutos.  Em seguida as sementes foram lavadas 3 vezes com água destilada e autoclavada e, imediatamente, inoculadas em frascos de 250 ml contendo 30 ml de meio, conforme os distintos tratamentos constituídos de diferentes concentrações do meio MS original (25, 50, 75 e 100%), combinados com 0, 15, 30 e 45 g L-1 de sacarose. O meio foi acrescido de 100 mg L-1 de mio-inositol, 7 g.-1 de agar e 4,5 g L-1 de carvão ativado. Cada frasco de 250 ml foi acrescido com 30 ml de meio de cultura e o pH ajustado para 5,7 ± 0,1 antes do processo de autoclavagem a 120 ºC e 1atm durante 20 minutos.  506 Após inoculação, os tratamentos foram mantidos em sala de crescimento com temperatura de 26 ± 1 ºC e fotoperíodo de 16 horas.  O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado, em esquema fatorial 4 x 4, com 16 tratamentos, quatro repetições, cinco frascos por repetição e duas sementes por frasco, totalizando 640 sementes. Após 70 dias da inoculação, foram avaliados o comprimento da parte aérea, o comprimento do sistema radicular e número de brotações.  RESULTADOS E DISCUSSÃO Não houve interação significativa entre os fatores testados. Apenas o fator de sacarose apresentou efeito significativo para todas as variáveis estudadas. Conforme podemos observar na Figura 1, houve uma diminuição de todas as variáveis estudadas com o aumento da concentração de sacarose. Maior comprimento de parte aérea (1,5 cm) foi obtido na ausência de sacarose (Figura 1A). Comportamento semelhante também foi observado para o comprimento de raiz (Figura 1B), 5,2 cm, e para o número de brotações (Figura 1C), 1,2.  y = 1,510-0,050x+0,000x2         R² = 1,000.40.81.21.60 15 30 45Sacarose (g L-1)Comprimento da parte aérea (cm)A  y = 5,213-0,204x+0,002x2        R² = 0,9902460 15 30 45Sacarose (g L-1)Comprimento da raiz (cm)B  y = 1,186-0,021x+6E-05x2         R² = 0,8600.40.81.21.60 15 30 45Sacarose (g.L-1)Número de brotaçõesC  Figura 1 – Comprimento da parte aérea 1A, Comprimento da raiz 1B e Número de brotações 1C de plântulas de camu-camu cultivadas in vitro em diferentes concentrações do meio MS e sob diferentes concentrações de sacarose, no período de 70 dias após a inoculação. UFRR, Boa Vista, RR 2012.  Os resultados obtidos no presente experimento estão de acordo com Nunes et al. (2008), em que o processo de germinação de sementes in vitro, ocorre em razão das reservas nutricionais dos cotilédones. Segundo esses autores, o desenvolvimento das sementes e embriões ocorre independente do fornecimento de sacarose.  Com o acréscimo nas concentrações de sacarose no meio de cultivo, houve uma redução nas variáveis estudadas, devido ao aumento do potencial osmótico da semente, dificultando dessa maneira a absorção de sais e de água. Segundo Kozai e Nguyen (2003), a presença de fontes 507 externas de carbono para o explante desfavorece o desenvolvimento de autotrofia das plântulas, diminuindo o crescimento e podendo levar as plântulas à morte pela falta de fotossíntese.  CONCLUSÕES A adição de sacarose nas diferentes concentrações do meio de cultura MS influenciou de forma negativa o crescimento in vitro de camu-camu, havendo uma diminuição do comprimento da parte aérea, comprimento da raiz e número de brotações com o aumento da concentração de sacarose.  REFERÊNCIAS GEORGE, E. F.; SHERRINGTON, P.D. Plant propagation by tissue culture. Eversley: Exegetics, 1984. p. 593. KOZAI, T.; NGUYEN, Q. T. Photoautotrophic micropropagation of woody and tropical plants. In: Jain SM & Ishii K (Eds.). Micropropagation of woody trees and fruits. Dordrecht: Kluwer Academic, 2003. p.757-781. NUNES, C. F.; PASQUAL, M.; SANTOS, D. N.; CUSTÓDIO, T. N.; ARAUJO, A. G. Diferentes suplementos no cultivo in vitro de embriões de pinhão-manso. Pesquisa agropecuária brasileira, Brasília, v.43, n.1, p.9-14, 2008. SKREBSKY, E. C.; NICOLOSO, F. T.; FERRÃO, G. E. Sacarose e período de cultivo in vitro na aclimatização ex vitro de ginseng brasileiro (Pfaffia glomerata (Spreng.) Pedersen. Ciência Rural, v.34, p.1471-1477, 2004. SOUSA, C. M. M.; SILVA, H. R.; VIEIRA JÚNIOR. G. M. Fenóis totais e atividade antioxidante de cinco plantas medicinais. Química Nova, v.30, n.2, p.351-355, 2007. TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 3 ed. Porto Alegre: Artmed, 2004. p. 719. TEIXEIRA, A. S.; CHAVES, L. S.; YUYAMA, K. Esterases no exame da estrutura populacional de Camucamu (Myrciaria dubia (Kunth) McVaugh-Myrtaceae). Acta Amazonica, v. 34, n.1, p. 89 – 96, 2004. YUYAMA, K. Livro de resultados dos Projetos de Pesquisa Dirigida (PPDs): Domesticação de germoplasma de camu-camu (Myrciaria dubia (H.B.K.) McVaugh). Manaus: Instituto de Pesquisa da Amazônia, 2002. p.149-153. YUYAMA, K.; MENDES, N. B.; VALENTE, J. P. Longevidade de sementes de camu-camu submetidas a diferentes ambientes e formas de conservação.  Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal - SP, v. 33, n. 2, p. 601-607, 2011. YUYAMA, K.; YAYAMA, L. K. O.; VALENTE, J. P.; SILVA, A. C.; AGUIAR, J. P.L.; FLORES, W. B. C.; LIMA, C. G. B. C. Camu-camu. Jaboticabal: FUNEP, 2010. p.50.  508

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