3 research outputs found
Infection dynamics of Theileria annulata over a disease season following cell line vaccination
Tropical theileriosis is a tick-borne haemoparasitic disease of cattle caused by the protozoan parasite Theileria annulata. Globally, the economic impact of the disease is immense and enhanced control measures would improve livestock production in endemic regions. Immunisation with a live attenuated vaccine is an effective and widely used control method, however, the repeated use of live vaccines may have an impact on the field parasite population at a genetic level. Additionally, there has been an increasing number of reports of vaccine breakthrough cases in recent years. Thus, the present study was designed to evaluate the genetic composition of a parasite population over a disease season in a locality where live cell line vaccination is practised. A diverse range of parasite genotypes was identified and every T. annulata positive cattle blood sample harboured multiple parasite genotypes. An alteration in the major genotype and an increasing multiplicity of infection in individual animals was observed over the course of the disease season. Vaccination status was found not to effect within-host multiplicity of infection, while a significantly higher number of genotypes was detected in grazed cattle compared to non-grazed ones. A degree of genetic isolation was evident between parasite populations on a micro-geographic scale, which has not been reported previously for T. annulata. Analysis of parasite genotypes in vaccinated animals suggested only a transient effect of the vaccine genotype on the genetic diversity of the T. annulata population. The vaccine genotype was not detected among clones of two vaccine ‘breakthrough’ isolates and there is no suggestion that it was responsible for disease. The obtained data indicated that in the system studied there is no apparent risk of introducing the vaccine genotype into the population with only a transient effect on the genetic diversity of the parasite population during the disease season
BATI EGE BÖLGESİ KEDİLERİNDE LEİSHMANİA TÜRLERİNİN MOLEKÜLER VE SEROLOJİK OLARAK BELİRLENMESİ
Leishmaniasis, 20'den fazla Leishmania türü protozoonunun neden olduğu zoonotik karakterli bir hastalıktır. Hastalık visseral, kutanöz, düffüzkütanöz ve mukokutanöz olmak üzere farklı formlarda görülmektedir. Birincil rezervuar konağı köpek kabul edilse de; tilki, çakal, küçük kemiriciler gibi pek çok memeliler de parazite rezervuarlık etmektedirler. Son yıllarda endemik bölgelerdeki kedilerde giderek artan sayıda olgu ile kedilerin tesadüfi bir konak olmaktan ziyade Leishmania türlerine rezervuarlık yapabileceği yönünde görüşler artmıştır. Batı Ege Bölgesi Leishmaniasis açısından endemik bir bölgedir. Bu doğrultuda, bu çalışmada Batı Ege Bölgesindeki sahipli ve sahipsiz kedilerdeki Leishmania varlığının moleküler ve serolojik olarak belirlenmesi amaçlanmıştır. Bu amaçla Aydın, İzmir, Manisa ve Muğla illerinden toplamda 386 adet kedi kan örneği ve 301 adet kedi serum örneği toplanmıştır. RV1/RV2 primer çifti ile kan örneklerine Leishmania spp. cins düzeyinde PZR yapılmış ve %2,3 Leishmania spp. pozitif kedi saptanmıştır. IFA testi ile değerlendirilen 301 kedi serum örneğinde ise %15,8 oranında anti-Leishmania antikor varlığı tespit edilmiştir. Bu tez çalışmasında kedilerde Leishmania spp. ve L. infantum, L. tropica ve L. major varlığı gösterilmiştir.VT-17046İÇİNDEKİLER
KABUL VE ONAY ........i
TEŞEKKÜR ...... ii
İÇİNDEKİLER ..... iii
SİMGELER VE KISALTMALAR DİZİNİ ......vi
ŞEKİLLER DİZİNİ ....viii
RESİMLER DİZİNİ ..... ix
TABLOLAR DİZİNİ ...... x
ÖZET ..... xi
ABSTRACT .... xii
1. GİRİŞ .......1
2. GENEL BİLGİLER .......3
2.1. Leishmaniasis Tarihçesi .......3
2.2. Leishmaniasis .......6
2.2.1. Kutanöz Leishmaniasis .......7
2.2.2. Mukokutanöz Leishmaniasis .......7
2.2.3. Visseral Leishmaniasis .......8
2.2.4. Diffüz Kutanöz Leishmaniasis .......8
2.3. Leishmaniasiste Taksonomi ve Morfoloji .......9
2.3.1.Amastigot Form .....10
2.3.2. Promastigot Form .....11
2.4. Leishmaniasis Yaşam Döngüsü .....13
2.5.Leishmaniasis Vektörü .....15
2.5.1.Leishmaniasiste Vektörle Mücadele .....19
2.6. Leishmaniasisin Klinik ve Patolojik Bulguları .....21
2.7. Leishmaniasiste Tanı .....23
2.7.1.Parazitolojik Tanı .....24
2.7.2. Serolojik Tanı .....25
2.7.3. Moleküler Tanı .....26
2.8. Leishmaniasiste Tedavi .....29
2.9. Leishmaniasise Karşı Bağışılık .....36
2.10.Leishmaniasiste Aşılama .....42
2.11.Leishmaniasis Epidemiyolojisi .....47
2.12. Kedilerde Leishmaniasis .....51
2.12.1. Kedi Leishmaniasisinde Patoloji ve Klinik Bulgular .....53
2.12.2. Kedilerde Leishmaniasise Karşı Gelişen Bağışıklık .....55
2.12.3. Kedilerde Leishmaniasis Tanısı .....56
2.12.4. Kedilerde Leishmaniasise Karşı Tedavi ve Korunma .....59
2.12.5. Kedilerde Vektörleri .....59
3.GEREÇ VE YÖNTEM .....63
3.1. Gereç .....63
3.1.1. Materyal Toplanması ve Örneklerin Hazırlanması .....63 3.1.2.Antijenlerin Hazırlanması .....64
3.2.Yöntem .....64
3.2.1.DNA Ekstraksiyonu .....64
3.2.2.İndirek Floresan Antikor (IFA) Testi .....65
3.2.3.Toplanan Örneklerin Leishmania spp. Yönünden Moleküler olarak İncelenmesi .....66
3.2.4.Leishmania spp. Pozitif Örneklerin Sekanslanması .....68
4.BULGULAR .....69
4.1. IFAT Bulguları .....69
4.2. PZR Bulguları .....70
4.2.1. Leishmania spp.’ye ait PZR Bulguları .....70
4.2.2. Leishmania spp. Pozitif Örneklerin Sekans Bulguları .....73
5.TARTIŞMA .....74
6.SONUÇ VE ÖNERİLER .....83
KAYNAKLAR .....85
EKLER ...135
ÖZGEÇMİŞ ...143
Ek 1. Aydın ilinden toplanan kedi serum ve kan örnekleri ...135
Ek 2. İzmir ilinden toplanan kedi serum ve kan örnekleri ...136
Ek 3. İzmir ilinden toplanan kedi serum ve kan örnekleri (devamı) ...137
Ek 4. Manisa ilinden toplanan kedi serum ve kan örnekleri ...138
Ek 5. Muğla ilinden toplanan kedi serum ve kan örnekleri ...139
Ek 6. Muğla ilinden toplanan kedi serum ve kan örnekleri (devamı) ...140
Ek 7. İkd-65 kodlu örneğe ait nükleotid blast sonucu ...141
Ek 8. İkd-72 kodlu örneğe ait nükleotid blast sonucu ...141
Ek 9. İkd-73 kodlu örneğe ait nükleotid blast sonucu ...141
Ek 10. Mak-14 kodlu örneğe ait nükleotid blast sonucu ...142
Ek 11. Mak-15 kodlu örneğe ait nükleotid blast sonucu ...142
SİMGELER VE KISALTMALAR
AIDS : Edinsel bağışıklık yetmezlik sendromu
BCG : Bacille Calmatte-Guerin
BHR : Baylis-Hillman reaksiyonu
BOS : Boyun omurilik sıvısı
bp : Baz çifti
CanL : Kanin leishmaniasis
CIC : Dolaşımdaki bağışıklık kompleksi
cPZR : Konvensiyonel Polimeraz Zincir Reaksiyonu
DAT : Direkt antiglobülin testi
DHFR-TS : Diazrofolat redüktaz timidilat kodlayan gen
DNA : Deoksiribonükleik asit
DDT : Diklorodifeniltrikloroetan
DKL : Diffüz kutanöz leishmaniasis
DMSA : Dimerkaptosüksinik asit
EC50 : En etkili olan konsantrasyonun % 50’si
ELISA : Enzim-linked immünosorbent testi
FBS : Foetal bovine serum
FeL : Felin leishmaniasis
FeLV : Felin lösemi virüsü
FIV : Felin immün yetmezlik virüsü
GPI : Glikofosfatidilnotisol
Gp63 : GPI bağlantılı moleküler yüzey proteazı
HIV : İnsan immün yetmezlik virüsü
IC50 : %50 azalmaya neden olan inhibitör konsantrasyonu
IFAT : İmmün floresan antikor testi
IFN : İnterferon
Ig : İmmünglobülinler
IL : İnterlökin
kDa : Kilodalton
kDNA : Kinetoplastid DNA
KL : Kutanöz leishmaniasis
KMP-11 : Kinetoplastid membran proteini-11
KO : Kojik asit
KS : Konjunktival svab
LPG : Lipofosfoglikan
LPS : Lipopolisakkarit
MC : Leishmania infantum’u çoğaltan primer
MHC : Major doku uygunluk kompleksi
MKL : Mukakutanöz leishmaniasis
ml : Mililitre
mM : Milimolar
NBT : Nitroblue tetrazolium redüksiyon testi
NO : Nitrik oksit
OIE : Dünya Hayvan Sağlığı Örgütü
PACA : Poli-alkil siyano akrilat
PBS : Phosphate buffered saline
PLGA : Poli laktik koglikolit asit
Pmol : Pikomol
PPG : Proteofosforilasyon
PV : Parazitofor vakuol
PZR : Polimeraz zincir reaksiyonu
RNA : Ribonükleik asit
rRNA : Ribozomal RNA
RV : Leishmania spp.’yi çoğaltan primer
TGF : Dönüştürücü büyüme faktörü
TiAg : Gümüş katkılı titanyumdioksit
TLR : Model tanıma reseptörü
UV : Ultraviyole
VL : Visseral leishmaniasis
WHO : Dünya Sağlık Örgütü
μl : Mikrolitre
μg : Mikrogram
ŞEKİLLER DİZİNİ
Şekil 1. Eski ve Yeni Dünya’da Ortaya Çıkmış Leishmania türleri 10
Şekil 2. Leishmania spp. yaşam döngüsü 15
Şekil 3. Örneklerin toplandığı iller 63
Şekil 4. Leishmania spp.’ya ait RV primer çifti ile PZR döngüsü 66
Şekil 5. Leishmania infantum’a ait MC primer çifti ile PZR döngüsü 67
Şekil 6. Real-Time PZR L. major, L .tropica, L. infantum pozitif kontroller
erime eğrisi grafiği 72
Şekil 7. Real-Time PZR Leishmania spp. pozitif örneklerin erime eğrisi grafiği 73
RESİMLER DİZİNİ
Resim 1. Leishmania spp. amastigot formu 11
Resim 2. Leishmania spp. promastigot formu 11
Resim 3. Kum sineği yaşam formları 17
Resim 4. Dişi kum sineği 18
Resim 5. Kutanöz leishmaniasisin neden olduğu burun ve kulak lezyonları 54
Resim 6. Leishmania infantum’a bağlı distal uzuvlarda ülseratif lezyonlar 55
Resim 7. IFAT ile pozitif belirlenen örnekler 70
Resim 8. Leishmania spp.’ya ait RV primer çifti ile pozitif gelen örneklerin
% 1,5 agaroz jel görüntüsü 72
Resim 9. Leishmania infantum’a ait MC primer çifti ile pozitif gelen örneğin
% 1,5 agaroz jel görüntüsü 73
TABLOLAR DİZİNİ
Tablo 1. Leishmaniasisin görülen formları ve etkenleri 7
Tablo 2. Leishmania sınıflandırılması 9
Tablo 3. Yeni ve Eski Dünya’da bulunan baskın türleri, vektörleri, rezervuarları ve
yaptıkları hastalıklar 12
Tablo 4. Kum sineğinin sınıflandırılması 16
Tablo 5. Leishmaniasis tanı yöntemlerinin avantajları ve dezavantajları 28
Tablo 6. Örnek toplanan illerin kan ve serum örnek sayıları 64
Tablo 7. Kedilerden serum toplanan iller ve anti-Leishmania spp. IFAT sonuçları 69
Tablo 8. Kedilerden kan toplanan iller ve RV, MC primer ve Real-Time PZR sonuçları.7
Selection of genetic markers to determine diversity in Theileria annulata populations after recombination
Objective: Selecting polymorphic mini- and microsatellite markers to determine genetic diversity and chromosomal regions exhibiting elevated rates of recombination in Theileria annulata populations after recombination.
Methods: The Unipro UGENE software was used to select markers. A score at which 10 times more tandem repeats (TRs) were identified in the real DNA sequence than those in the scrambled sequences of T. annulata was used as the cutoff. TRs containing minimum three nucleotides in length for microsatellite and six nucleotides for minisatellite regions and having a repeat motif identity between 96%-100% with the unit size repeated minimum three times were screened through the whole genome using the suffix array algorithm.
Results: A total of 359 minisatellites and 8973 microsatellites were identified. TRs were screened one by one through the whole genome; mini- and microsatellites representing a single region and having suitable regions for primer design were selected based on their localization on T. annulata chromosomes, their repeat motif identity (>96%), and their repeat length (<1500 bp). The primers used to amplify selected candidates were designed, and each primer was used to check 27 different isolates of T. annulata.
Conclusion: In the present study, a total of 13 polymorphic mini- and microsatellite markers located on the different chromosomes were selected to determine the population diversity of T. annulata