Oliveira, Rui Pedro Soares de

Universidade do Minho: RepositoriUM

	  Departamento	  de	  Biologia	  da	  Universidade	  do	  Minho	  Mestrado em Bioempreendedorismo e Biotecnologia em Plantas Aromáticas e Medicinais Ano lectivo de 2007/2008      Ferramentas de Engenharia Genética       Protocolos das aulas práticas   Rui Oliveira MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  2 Extracção e purificação de DNA genómico Adaptado de Doyle, J. J. and J. L. Doyle 1. Colher o tecido vegetal (folhas jovens em crescimento) e guardar a -80ºC 2. Fragmentar o tecido (~3g) em azoto líquido até ficar reduzido a um pó muito fino. Transferir para um tubo Falcon de 15mL 3. Adicionar 6mL de tampão de extracção de gDNA e deixar aquecer a amostra à temperatura ambiente 4. Misturar por inversão do tubo até o material biológico ficar completamente molhado 5. Aquecer a 65ºC durante 60min 6. Extrair com 3mL de clorofórmio por inversão. Centrifugar a 4000rpm durante 10min e guardar o sobrenadante 7. Adicionar 25µL de RNase A (10mg/mL) e incubar 30min a 37ºC 8. Repetir a extracção com clorofórmio (guardar o sobrenadante) 9. Adicionar 0,6 volumes de isopropanol e retirar o DNA com uma pipeta Pasteur esterilizada 10. Lavar com 500mL de etanol 70% num microtubo e centrifugar 2min a 13000rpm 11. Ressuspender em 200µL de TE a 60ºC com a micropipeta 12. Extrair duas vezes com volume igual de PCI 13. Extrair com clorofórmio 14. Adicionar 1/10 do volume de acetato de sódio 3M (20µL) e 2,5 volumes de etanol absoluto 15. Centrifugar a 13000rpm durante 2min 16. Lavar com 1mL com etanol 70%, centrifugar, secar e ressuspender em 200µL de TE  Reagentes • Tampão de extracção de gDNA o Tris-Cl pH 7, 0,15M o NaCl 1M o EDTA 15mM o CTAB 1,5% o β-mercaptoetanol (adicionar antes do ajustamento de pH) • Clorofórmio • RNase A (10mg/mL) • Isopropanol • Etanol 70% • TE o Tris-Cl 10mM, pH 7,5 o EDTA 1mM • PCI o Fenol pH 8, 25 partes o Clorofórmio, 24 partes o Álcool isoamílico, 1 parte • Acetato de sódio 3M • Etanol absoluto  Material • Espátulas • Azoto líquido • Almofarizes • Pipetas de 10mL • Tubos Falcon de 15mL • Banho a 65ºC • Micropipetas P20, P200 e P1000 • Pontas azuis e amarelas autoclavadas • Pipetas Pasteur MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  3 Digestão parcial de gDNA 1. A um microtubo colocado no gelo adicionar: • 0,2-1µg de gDNA • 6µL de tampão de digestão (10x conc.) • água ultra-pura esterilizada q.b.p. 59µL 2. Misturar suavemente agitando no vortex. Manter o microtubo no gelo. 3. Adicionar 1µL da enzima de restrição e agitar novamente como em 2 4. Para calcular a quantidade a usar, consultar a ficha técnica do fabricante. De um modo geral, 1unidade corresponde à quantidade de enzima necessária para digerir completamente 1µg de DNA do fago lambda, durante 1 hora a 37°C e com o tampão adequado. Para efeitos práticos, considera-se que 1U digere 1µg DNA/hora 5. Incubar a mistura à temperatura conveniente de acordo com a enzima (normalmente 37°C) 6. Retirar alíquotas de 20µL ao fim de 15, 30 e 45min e inactivar imediatamente por aquecimento a 65°C durante 10-15min 7. Analisar os produtos da reacção em electroforese em gel de agarose  Reagentes • Enzima de restrição • Tampão de digectão 10x • Água ultrapura autoclavada  Material • Microtubos • Micropipetas P20 • Pontas amarelas autoclavadas • Banho a 65ºC  Electroforese em gel de agarose 1. Preparar uma solução de agarose em tampão TAE com concentração final de 0,8% (p/v). Aquecer a mistura em microondas, com agitação frequente, até toda a agarose se ter dissolvido 2. Colocar o tabuleiro da tina de electroforese no respectivo suporte de preparação do gel ou, na sua falta, selar com fita adesiva de autoclave 3. Colocar o pente em posição conveniente no tabuleiro para um correcto posicionamento dos poços: distância à extremidade e à base do gel 4. Verter a agarose no tabuleiro até uma altura de ~5mm. Eliminar bolhas de ar que se tenham formado, aspirando com uma micropipeta e deixar solidificar à temperatura ambiente 5. Quando o gel se tiver formado, retirar lentamente o pente para não danificar os poços, colocar o tabuleiro na tina de electroforese, de modo a que os poços estejam do lado do eléctrodo negativo, e adicionar tampão TAE até ~1mm acima do gel 6. Para cada amostra, misturar num microtubo: • 100-500ng de DNA • 3,5µL de tampão de amostra (6x conc.) • água ultra-pura q.b.p. 20µL 7. Aplicar as amostras nos respectivos poços, enchendo lentamente cada poço com uma micropipeta. Não deixar extravasar a amostra do poço para não contaminar os poços vizinhos 8. Colocar a tampa da tina. Verificar que as amostras estão colocadas do lado do polo negativo (cátodo, eléctrodo de cor preta) e que a migração será no sentido do polo positivo (ánodo, eléctrodo de cor vermelha) 9. Ligar os cabos à fonte de electricidade. Ligar a fonte e regular para uma voltagem de 1-5V/cm (distância medida entre os eléctrodos). Verificar se há desprendimento de bolhas dos eléctrodos devido à electrólise e se, passados alguns minutos, o azul de bromofenol já começou a migrar no sentido correcto MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  4 10. Após migração julgada conveniente (por avaliação da posição do azul de bromofenol a sensivelmente 3/4 do comprimento do gel), desligar a corrente eléctrica na fonte, desligar os cabos e retirar a tampa da tina. Retirar o gel cuidadosamente para não partir e corá-lo em banho numa solução de brometo de etídeo 0,5µg/ml, durante 30-45min à temperatura ambiente 11. Examinar o gel à radiação ultra-violeta e fotografar para arquivar  Reagentes • Tampão TAE (solução "stock" 50x conc.) o Tris base 242g o ácido acético glacial 57,1ml o EDTA 0,5M (pH8,0), 100ml o água ultra-pura q.b.p. 1000ml • Tampão de amostra (6x conc.) o Azul de bromofenol 0,25% (p/v) o xileno de cianol FF 0,25% (p/v) o glicerol 30% (p/v) • Agarose MP • Brometo de etídeo 0,5µg/ml  Material • Microtubos • Micropipetas P20 • Pontas amarelas autoclavadas • Sistema de electroforese e fonte de alimentação  Ligação dos fragmentos de gDNA ao vector plasmídico 1. Num microtubo de 1,5ml fazer a seguinte mistura: • vector plasmídico (100-500ng) • DNA “insert” (100-500ng) • tampão de ligação (10x), 1µL • T4 DNA ligase (1U/µl), 1µL • Água ultrapura qbp 20 µL 2. Incubar durante a noite (~16h) a 16°C. Guardar a 4°C  Reagentes • Tampão de ligação • T4 DNA ligase • Água ultrapura Material • Microtubos • Micropipeta P20 • Pontas amarelas  Transformação de Escherichia coli 1. Inocular 50ml de meio LB (em Erlenmeyer de 250ml) com uma só colónia da estirpe de E. coli. Incubar durante a noite a 37°C, a 250r.p.m. 2. Inocular 400ml de LB (em Erlenmeyer de 2000ml) com 4mL da cultura e incubar nas mesmas condições de temperatura e agitação até DO590 de 0,375 3. Transferir a cultura para 8 tubos de 50mL de polipropileno pré-arrefecidos e deixar no gelo durante 5-10min 4. Centrifugar a 1600g durante 7min, a 4°C 5. Ressuspender lentamente cada sedimento em 10ml de solução de CaCl2 gelada 6. Centrifugar a 1100g, 5min a 4°C MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  5 7. Ressuspender cada sedimento em 10mL de solução de CaCl2 gelada. Manter a suspensão em gelo durante 30min 8. Centrifugar a 1100g, 5min a 4°C 9. Ressuspender cada sedimento em 2mL de solução de CaCl2 10. Distribuir alíquotas de 250µL por microtubos esterilizados e arrefecidos 11. Congelar imediatamente a –80°C (as células podem ser guardadas durante meses, para transformação posterior) 12. Descongelar uma alíquota de células competentes em banho de gelo e colocar 100µL num microtubo arrefecido. Manter no gelo 13. Adicionar 10ng de DNA (10 a 25µL) e misturar com movimentos circulares da ponta da micropipeta. Manter em gelo durante 10min (fazer um controle com células competentes sem adição de DNA) 14. Provocar um choque térmico às células, colocando o microtubo num banho a 42°C e deixar durante 2min 15. Adicionar 1mL de meio LB. Incubar 60min 37°C a 250r.p.m. 16. Espalhar em placa de LB suplementado com o antibiótico apropriado (ampicilina), diluições de 10-1, 10-2 e 10-3. Incubar a 37°C durante 12 a 16 horas   Meios de cultura e reagentes • Meio LB ("Luria broth") o Tryptone 1% (p/v) o extracto de levedura 0,5% (p/v) o NaCl 1% (p/v) o ajustar pH 7,5 com NaOHaq. o autoclavar 20min, 120°C, 1bar • Solução de CaCl2 o CaCl2 60mM o glicerol 15% (p/v) • LB sólido com ampicilina o Meio LB o agar 2% (p/v) o autoclavar a 120°C, 1bar durante 20min o Antes da distribuição pelas placas, adicionar ampicilina 100mg/ml esterilizada por filtração, para uma concentração final de 100µg/ml. Guardar as placas a 4°C Material • Erlenmeyers de 250mL e 2000mL esterilizados • Pipetas de 5mL e 10mL esterilizadas • Tubos de polipropileno de 50mL • Banho de gelo • Microtubos esterilizados • Micropipetas P20, P200 e P1000 • Pontas amarelas e azuis esterilizadas  Análise de Southern Fraccionamento do DNA digerido por electroforese em gel de agarose 1. Preparar 50mL de gel de agarose 1% (p/v) com tampão TAE 1x e brometo de etídeo 0,2µg/mL, verter sobre o tabuleiro com o pente de 1,5mm de espessura colocado e deixar solidificar 2. Preparar as amostras de DNA com tampão de amostra 1x de modo a não excederem 40µL de volume 3. Com o gel colocado na tina de electroforese e submerso em tampão TAE 1x, aplicar as amostras de DNA e iniciar a electroforese com uma intensidade de campo de 4V/cm 4. Parar a corrida quando o azul de bromofenol tiver percorrido ~3/4 do comprimento do gel e observar num transliluminador de UVʼs MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  6 Transferência de Southern 5. Tratar o gel com 10 volumes de HCl 0,25M durante 10min e suave agitação 6. Decantar esta solução, lavar o gel com água desionizada, cobrir o gel com solução alcalina de desnaturação e incubar nas mesmas condições durante 25min 7. Decantar esta solução, lavar o gel com água desionizada, cobrir o gel com solução de neutralização e incubar nas mesmas condições durante 30min 8. Cortar uma membrana de nylon com a mesma área do gel (não tocar directamente na membrana, nem com luvas) e hidratar durante 5min mergulhando em água desionizada. Substituir a água por tampão SSC 10x e deixar até à utilização da membrana 9. Fazer a montagem do sistema de transferência capilar, colocando num vidro por cima duma tina com tampão SSC 10x, por ordem ascendente: uma tira de papel Whatman 3MM com as extremidades mergulhadas no tampão SSC 10x, o gel com a superfície superior para baixo, a membrana de nylon, duas folhas de papel Whatman 3MM com a área do gel, toalhetes de papel para limpar as mãos com uma espessura de cerca de 4cm e um peso de 500g. Todo o sistema deve ser montado com as tiras de papel Whatman 3MM previamente molhadas em tampão SSC 10x 10. Deixar a transferência processar-se durante a noite 11. Remover a membrana de nylon com uma pinça, agarrando-a sempre pelas extremidades e mergulhá-la em SSC 5x durante 30seg 12. Colocar a membrana sobre papel Whatman 3MM (com a superfície com o DNA para cima) para absorver o excesso de tampão e proceder ao crosslink do DNA numa câmara de UVʼs com a membrana húmida. Guardar a membrana entre duas folhas de papel Whatman 3MM até utilização Preparação da sonda por PCR (reacção de polimerase em cadeia) e marcação com fosfatase alcalina 13. Em microtubos de 200µL, preparar a seguinte mistura de reacção de PCR para GUP1 e um controle negativo com omissão do DNA molde (manter sempre a mistura reaccional em gelo): Componente Quantidade (µL) Tampão de reacção 5 dNTPʼs 1 Primer 1 1 Primer 2 1 MgCl2 (25mM) 2 Taq DNA Polymerase (Fermentas) 0,5 DNA genómico 100ng-1µg (1µL) H2O ultra-pura q.b.p. 50µL       14. Colocar o tubo no aparelho de PCR e proceder à amplificação com o seguinte programa (incluir no programa hot start e um passo final de arrefecimento a 4°C): Temperatura Tempo Nº de ciclos 94ºC 2min  55ºC 30seg 1 72ºC 1min     94ºC 30seg  55ºC 30seg 28 72ºC 1min     94ºC 30seg  55ºC 30seg 1 MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  7 72ºC 5min  15. Analisar 5µL do produto da reacção por electroforese em gel de agarose 0,8% 16. Na visualização do gel sob iluminação UV, fazer um corte com um bisturi no gel imediatamente à frente da banda correspondente ao fragmento amplificado 17. Cortar uma porção de papel de filtro (3MM) com um tamanho semelhante ao do corte no gel e introduzi-lo nesse corte 18. Colocar o gel na tina de electroforese e ligar a corrente e deixar correr mais 2-5min 19. Remover o papel e colocá-lo num microtubo de 200-500µL com a face do DNA para baixo. Furar o fundo do tubo com uma agulha e colocá-lo dentro de um microtubo de 1500µL 20. Centrifugar durante 30seg à velocidade máxima 21. Purificar o DNA colhido por extracção com fenol/clorofórmio e precipitação com isopropanol e dissolver o sedimento em TE 22. Diluir 5x a solução de cross-linker (AlkPhos Direct, Amersham Pharmacia Biotech) com a água fornecida pelo kit 23. Pipetar 10µL de sonda para um microtubo novo e desnaturar em banho de água fervente durante 5min 24. Arrefecer imediatamente o DNA, colocando o microtubo em gelo 5min 25. Adicionar 10µL de tampão de reacção e misturar suavemente 26. Adicionar 2µL de reagente de marcação e misturar suavemente 27. Adicionar 10µL de cross-linker (já diluído) e misturar bem 28. Incubar a 37ºC durante 3-4h e guardar em gelo até utilização Hibridação 29. Aquecer a 50ºC 15mL de AlkPhos Direct hybridisation buffer numa garrafa de hibridação (~0,125ml/cm2 de membrana) 30. Colocar a membrana na garrafa com a superfície sem DNA encostada ao vidro e sem bolhas de ar. Proceder à pré-hibridação no forno de hibridação a 50ºC, 15min e 60r.p.m. 31. Adicionar a sonda marcada directamente no tampão de hibridação e deixar hibridar durante a noite nas mesmas condições da pré-hibridação 32. Verter o tampão de hibridação para um tubo Falcon de 15mL (para armazenar a -20ºC) e adicionar o tampão de lavagem primário (2-5mL/cm2 de membrana) pré-aquecido a 50ºC. Incubar no forno de hibridação a 50ºC durante 10min 33. Desprezar o tampão de lavagem primário e proceder a nova lavagem com tampão fresco e nas mesmas condições 34. Transferir a membrana para uma tina contendo um excesso de tampão de lavagem secundário. Lavar com agitação suave, 5min à temperatura ambiente 35. Repetir a lavagem anterior Produção e detecção do sinal 33. Escoar o tampão de lavagem secundário e colocar a membrana com o DNA para cima numa superfície limpa não absorvente (não deixar secar a membrana). 34. Pipetar assepticamente o reagente de detecção e cobrir completamente a membrana. Deixar reagir durante 2-5min. Escoar o excesso de reagente de detecção 35. Embrulhar a membrana com filme de plástico aderente e colocá-la numa cassette de revelação 36. Em câmara escura, recortar uma folha de filme de autoradiografia (Hyperfilm™ ECL) com a mesma área da membrana e colocá-la encostada à membrana. Fechar a cassette e incubar 1h à temperatura ambiente 37. Em câmara escura, remover o filme e revelá-lo, mergulhando 5min em revelador (Agfa), 5min em água desionizada para lavagem e 5min em fixador (Ilford Hypam)  Reagentes Agarose MP Tampão TAE 50x • Tris base 242g • Ácido acético glacial 57,1ml • Na2EDTA.2H2O 37,2g • Água desionizada q.b.p.1000ml MBBPAM 07/08 Ferramentas de Engenharia Genética  8 TAE 1x: Tris acetato 40mM, EDTA 2mM Tampão de amostra (6x conc.) • 6.1g Tris, 3.7g EDTA, pH 8.0 para 1L • Azul de bromofenol 0,25% (p/v) • xileno de cianol FF 0,25% (p/v) • glicerol 30% (p/v) Brometo de etídeo 0,5µg/ml HCl 0,25M, 100mL Solução alcalina de desnaturação, 100mL • NaOH 0,5M • NaCl 1,5M Solução de neutralização, 100mL • Tris.Cl 0,5M, pH 7,5 • NaCl 1,5M SSC 20x, 250mL • NaCl 3M • Citrato trissódico 0,3M • pH 7,0 com HCl 1M Fenol/clorofórmio/álcool isoamílico • 25 volumes de fenol equilibrado, pH 8,0 • 24 volumes de clorofórmio • 1 volume de álcool isoamílico Isopropanol Tampão TE • Tris.Cl 10mM, pH 8,0 • EDTA 1mM, pH 8,0  Material Sistema de electroforese com fonte de corrente eléctrica Papel Whatman 3MM Bisturi, tesouras Microtubos de 1,5 e 0,2mL Banho de água fervente e de água a 50ºC Banho de gelo Micropipetas P20, P200 e P1000 Pontas amarelas e azuis Tubos Falcon de 15mL Referências • Ausubel, F.M., Brent, R., Kingston, R.E., Moore, D.D., Seidman, J.G., Smith, J.A., and Struhl, K. (eds.). 1996.  Current Protocols in Molecular Biology Vols. 1-3, John Wiley & Sons, Inc., New York • Doyle, J. J. and J. L. Doyle. 1987. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochemical Bulletin 19: 11-15; http://irc.igd.cornell.edu/Protocols/DoyleProtocol.pdf) • Hanahan D, Jessee J, and Bloom R. 1995. Techniques for Transformation of E. coli. In: DNA Cloning 1, A Practical Approach. Core Techniques, 2nd Edition. Glover DM and Hames BD ed. IRL Press. Oxford, UK • Surzycki, S. 2000. Basic Techniques in Molecular Biology.  Springer-verlag, Berlin 

Ferramentas de Engenharia Genética : protocolos das aulas práticas

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