Gescher, Johannes

Klein, Edina

Lemke, Phillip

Niemeyer, Christof M.

KITopen

167BIOspektrum  |  02.20  |  26. Jahrgangder Mikroorganismen einfach zu bewerkstel-ligen. Daher ist es wünschenswert, den Biofi lm über einen längeren Zeitraum mit verschiede-nen Analysemethoden und mit einer möglichst genauen ört lichen und zeitlichen Aufl ösung zu unter suchen.Diese Aufgabenstellung wird von einer kürzlich vorgestellten mikrofl uidischen Platt-form erfüllt, die mikrostrukturierte Biochips auf der Basis von Polydimethylsiloxan (PDMS) nutzt, um Biofi lme zu kultivieren [3]. Dieser Ansatz bietet nicht nur hochgradig reprodu-zierbare Bedingungen für die Kultivierung der Biofi lme, sondern ist auch kompatibel mit einer Vielzahl analytischer Methoden und bild-gebenden Verfahren wie beispielsweise Pho-tometrie, Chromatographie, Mikroskopie oder optische Kohärenztomographie (OCT) (Abb. 1). Zur Steigerung der Analyseeffi zienz und zur Verbesserung der Reproduzierbarkeit werden hierbei maschinengestützte Methoden einge-setzt. Die grundlegenden Vorteile solcher robo-tergestützten Systeme für eine „automatisierte Biotechnologie“ bestehen darin, dass defi nier-te Versuchsbedingungen eingehalten, komple-xe Arbeitsschritte beschleunigt und Abwei-chungen durch manuelle Handhabung vermie-den werden können. Um das Spektrum der automatisierten Biotechnologie für zukünftige PHILLIP LEMKE1, EDINA KLEIN2, JOHANNES GESCHER1, 2, CHRISTOF M. NIEMEYER11 INSTITUT FÜR BIOLOGISCHE GRENZFLÄCHEN (IBG-1), KARLSRUHER INSTITUT FÜR TECHNOLOGIE (KIT), EGGENSTEIN-LEOPOLDSHAFEN2 INSTITUT FÜR ANGEWANDTE BIOLOGIE (IAB), KARLSRUHER INSTITUT FÜR  TECHNOLOGIE (KIT), KARLSRUHEBiofi lms are the most abundant growth form of microorganisms in nature. To exploit these living systems for applications in biotechno-logy, we have developed a microfl uidic cultivation platform with an integrated automatic sampling robot that enables the characterization of biofi lms with high spatiotemporal resolution. Moreover, in situ  imaging and anoxic or gas-consumption based cultivation can be applied. Biocatalytic productivity can be assessed using a spectrum of analytical technologies.DOI: 10.1007/s12268-020-1346-x© Die Autoren 2020ó Wenngleich Biofi lme die häufi gste Wachs-tumsform von Mikroorganismen in der Natur darstellen, arbeiten die moderne Mikrobiologie und Biotechnologie heutzutage noch haupt-sächlich mit planktonischen Zellen. Die indi-viduellen Zellen eines Biofi lms sind in einer dreidimensionalen Struktur aus der extrazel-lulären Matrix eingebettet, sodass zumeist ein komplexes Konsortium aus verschiedenen Arten gebildet wird, das äußerst widerstands-fähig gegenüber rauen Umweltbedingungen ist [1]. Daher werden solche mikrobiellen Gemeinschaften häufi g mit krankheitsassozi-ierten Biofi lmen oder Biokorrosion verknüpft. Dennoch werden Biofilme aufgrund ihrer Robustheit heutzutage zur Produktion indu-striell relevanter Substanzen genutzt [2]. Auf-grund der komplexen und zeitlich dynami-schen Zusammensetzung ist jedoch weder die Kultivierung von Biofi lmen noch die Analytik Automatisierte BiotechnologieKultivierung und Analyse von Bio fi lmen durch automatisierte Mikrosysteme¯ Abb. 1: Mikrofl uidische Platt-form für die Kultivierung und Ana-lyse von Biofi lmen. Die PDMS-basierten Kultivierungschips wer-den mittels Spritzenpumpen konti-nuierlich mit Medium versorgt und bilden dadurch den mikrofl uidi-schen Bioreaktor, während Umge-bungsparameter wie Temperatur und Feuchtigkeit defi niert einge-stellt werden. Eine automatisierte Probenentnahme ermöglicht den Einsatz verschiedener Analytik-methoden. Diese umfassen Fluo-reszenz-in situ-Hybridisierung (FISH), Mikroskopie, optische Kohärenztomographie (OCT) sowie Hochleistungsfl üssigkeitschroma-tographie (HPLC). Die Plattform eignet sich für an-/oxische sowie gradientenbasierte Kultivierungen.BIOspektrum  |  02.20  |  26. Jahrgang168 WISSENSCHAFT ·  SPECIAL:  LIQUID HANDLING & PROBENVORBEREITUNGoder Mikroskopie, können dabei in der Regel am lebenden Biofi lm unter Flussbedingun-gen durchgeführt werden. Auch die metabo-lische Aktivität des Biofi lms lässt sich am lebenden System untersuchen, indem Flüs-sigkeitsproben mit dem oben beschriebenen Roboter entnommen und anschließend mit-hilfe bioanalytischer Methoden charakteri-siert werden. Für die Untersuchung der vom Biofi lm produzierten Metaboliten bieten sich typischerweise die Ionenchromatographie und die Hochleistungsfl üssigkeitschromato-graphie (HPLC) an. Auch die mikrobielle Zusammensetzung des Biofi lms lässt sich so sehr detailliert untersuchen, z. B. indem die DNA und RNA der Proben mithilfe einer Sequenzierung analysiert wird. Da die robo-tergestützte Probenentnahme nicht-destruk-tiv und mit hoher räumlicher und zeitlicher Aufl ösung erfolgt, lassen sich mit diesem Vorgehen wichtige Erkenntnisse über die Dynamik von Biofi lmen erzielen.Ein weiterer Vorteil der mikrofl uidischen Plattform ist ihre vollständige Kompatibilität mit der Fluoreszenz-in situ-Hybridisierung (FISH), die als Goldstandard für die Charak-terisierung komplexer mikrobieller Lebens-gemeinschaften verwendet wird. Die FISH-Methode ist eine Endpunktanalyse, bei der ribosomale RNA-Moleküle der Bakterien mithilfe fluoreszenzmarkierter Oligonu-kleotidsonden detektiert werden, um spezi-fi sch phylogenetische Gruppen der Mikro-organismen zu identifizieren. Die FISH-bau einfach verändern, sodass beispielsweise eine anoxische Anzucht von Mikroorganis-men oder die Integration von Mikrosensoren zur Bestimmung des Sauerstoffgehalts bewerkstelligt werden kann [3].Automatisiertes Monitoring von Biofi lmenUm eine detaillierte, räumlich aufgelöste Analyse der Zusammensetzung des Biofi lms im Verlauf des Kultivierungskanals zu ermöglichen, wurde ein Roboter entwickelt, der die direkte Entnahme von Flüssigkeits-proben aus den mikrofl uidischen Kanälen während einer laufenden Kultivierung ermöglicht. Der Roboter verfügt über eine Kanüle, die mit einer Präzision im unteren Mikrometermaßstab frei positionierbar ist, um die PDMS-Schicht der Kultivierungsfl uss-zelle zu durchstechen und Proben der strö-menden Kulturfl üssigkeit und/oder der Bio-masse zu entnehmen. Durch die elastischen Eigenschaften von PDMS schließt sich die Einstichstelle danach wieder, sodass die Kul-tivierung weitergeführt werden kann [3]. Für die einfache und komfortable Programmie-rung und Bedienung des Systems wurde eine Kontrollsoftware mit einer graphischen Benutzeroberfl äche entwickelt.Die mikrofl uidische Plattform ist kompati-bel mit verschiedenen analytischen Metho-den, die zur Untersuchung der kultivierten Biofi lme eingesetzt werden können. Nicht-invasive bildgebende Verfahren, wie die OCT Prozesse zu erweitern, werden daher techni-sche Plattformsysteme benötigt, welche die Konzepte der Miniaturisierung und der Auto-matisierung miteinander vereinen.Mikrofl uidische Plattform zur Kultivierung von Biofi lmenMikrofl uidische Systeme sind ideal geeignet für die Kultivierung von Biofi lmen, da sie die natürliche Umgebung des Biofi lms imitieren und gleichzeitig hochgradig reproduzierbare Umweltbedingungen hinsichtlich Flussraten und Temperatur bieten können. Solche Syste-me, die typischerweise aus einem Medium-reservoir, einer Pumpe zum Transport des Mediums, einer fakultativen Blasenfalle, einer Flusszelle (Kultivierungschip) sowie einem Reservoir für das verbrauchte Medium bestehen, sind lange bekannt [4]. Sie bilden einen kontinuierlich betriebenen Chemosta-ten, in dem sich kontrollierte, hydrodynami-sche Eigenschaften einstellen lassen. So kann beispielsweise die Regulierung der Temperatur mittels beheizbarer Chiphalter erfolgen. In dem von uns entwickelten System werden speziell entworfene PDMS-Chips oder PDMS-Glas-Hybridchips als Kul-tivierungschips verwendet. Die Chips sind einfach und kostengünstig herzustellen, und aufgrund ihrer optischen Eigenschaften kön-nen etablierte Analysemethoden für Biofi lme wie Epifluoreszenzmikroskopie und OCT angewendet werden [5]. Darüber hinaus lässt sich der mikrofl uidische Kultivierungsauf-˚ Abb. 2: Kultivierung sowie parallele multianalytische Untersuchung anspruchsvoller Biofi lme. A, Zur Anzucht mikrobieller Gemeinschaften aus Abwasserreinigungsprozessen erfolgt die Kultivierung unter alternierenden aeroben  Hunger- und anaeroben Fütterungsphasen. B, Der mikrofl uidische Versuchsaufbau ermöglicht die Langzeitkultivierung dieses anspruchsvollen Systems für eine Dauer von mehr als 30 Tagen. C, Die mikrobielle Zusam-mensetzung wurde mittels FISH (oben) und die dreidimensionale Struktur mittels OCT (unten) untersucht. D, Proben wurden kontinuierlich während der laufenden anaeroben Kultivierung mithilfe der robotischen Probenahmevorrichtung direkt aus dem Kultivierungskanal entnommen.ABDC169Funding: Open Access funding provided by Projekt DEAL.Open Access: Dieser Artikel wird unter der Creative Commons Namensnennung 4.0 International Lizenz veröffentlicht, welche die Nutzung, Vervielfältigung, Bearbeitung, Verbreitung und Wiedergabe in jeglichem Medium und Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle ordnungsgemäß nennen, einen Link zur Creative Commons Lizenz beifügen und angeben, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die in diesem Artikel enthaltenen Bilder und sonstiges Drittmaterial unterliegen ebenfalls der genannten Creative  Commons Lizenz, sofern sich aus der Abbildungslegende nichts anderes ergibt. Sofern das betreffende Material nicht unter der genannten Creative Commons Lizenz steht und die betreffende Handlung nicht nach gesetzlichen Vorschriften erlaubt ist, ist für die oben aufgeführten Weiterverwendungen des Materials die Einwilligung des jeweiligen Rechteinhabers einzuholen. Weitere Details zur Lizenz entnehmen Sie bitte der Lizenzinformation auf http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/deed.de.Korrespondenzadresse:Prof. Dr. Christof M. NiemeyerInstitut für Biologische Grenzfl ächen (IBG-1)Karlsruher Institut für Technologie (KIT)Hermann-von-Helmholtz-Platz 1D-76344 Eggenstein-Leopoldshafenniemeyer@kit.eduwww.niemeyer-lab.dewerden. Die hier aufgezeigte Symbiose von Ingenieurswissenschaften, Biologie und Bio-technologie könnte unter anderem dabei hel-fen, neue Anwendungsfelder zu erschließen, in denen mikrobielle Lebensgemeinschaften für nachhaltige Produktionsprozesse einge-setzt werden. óLiteratur[1] Stoodley P, Sauer K, Davies DG et al. (2002) Biofi lms as complex differentiated communities. Annu Rev Microbiol 56:187–209[2] Halan B, Buehler K, Schmid A (2012) Biofi lms as living catalysts in continuous chemical syntheses. Trends Biotechnol 30:453–465[3] Hansen SH, Kabbeck T, Radtke CP et al. (2019) Machine-assisted cultivation and analysis of biofi lms. Sci Rep 9:8933[4] Pamp SJ, Sternberg C, Tolker-Nielsen T (2009) Insight into the microbial multicellular lifestyle via fl ow-cell technol-ogy and confocal microscopy. Cytom Part A 75A:90–103[5] Wagner M, Horn H (2017) Optical coherence tomography in biofi lm research: a comprehensive review. Biotechnol Bioeng 114:1386–1402Methode erfordert zahlreiche Wasch- und Inkubationsschritte, die üblicherweise per Hand durchgeführt werden müssen. Auf-grund der Verfügbarkeit einer speziellen Schnittstelle können die mikrofl uidischen Chips dagegen vollautomatisiert prozessiert werden. Die anschließende Analyse erfolgt dann mithilfe automatisierter Fluoreszenz-mikroskopie und kann den gesamten Kulti-vierungskanal umfassen.Anwendung und AusblickDie Eignung der Biochip-Plattform für die detaillierte Untersuchung von Biofi lmen wur-de bereits anhand verschiedener mikrobiel-ler Systeme verifi ziert. Exemplarisch wurde eine artifi zielle Gemeinschaft aus dem anae-roben Geobacter sulfurreducens und einer aeroben Escherichia coli-Mutante untersucht. Da G. sulfurreducens auf den Verbrauch von Sauerstoff durch E. coli angewiesen ist, diffe-renziert sich der Biofi lm über die Fließstre-cke des mikrofl uidischen Kanals, sodass eine räumliche Kompartimentierung stattfi ndet [3]. Auch wurde die Plattform erfolgreich eingesetzt, um rekombinante E. coli-Biofi lme zu charakterisieren, die biokatalytische Reaktionen durchführen können [3], oder um Modellsysteme für Abwasserreinigungspro-zesse zu entwerfen, die auf der Aktivität mikrobieller Gemeinschaften in Granula beruhen (Abb. 2).Diese Fallbeispiele zeigen deutlich, dass die entwickelte mikrofluidische Kultivie-rungsplattform für Biofi lme mit dem roboter-gestützten Probenahmesystem einen wichti-gen Schritt in Richtung automatisierter Bio-technologie darstellt. Hierdurch wird eine standardisierte Kultivierung nahezu beliebi-ger Biofilme möglich, die mit bisherigen Methoden nicht erreichbar ist. Technische Weiterentwicklungen, beispielsweise in Bezug auf die nahtlose Integration einer Hochdurchsatzsequenzierung oder von Meta-bolomik-Analysemethoden wie Massenspek-trometrie und NMR-Spektroskopie lassen erwarten, dass der Nutzen und die breite Anwendbarkeit der hier vorgestellten Chip-Plattform noch vergrößert werden können. Dies soll vor allem zur Entwicklung von Bio-fi lmen für technische Anwendungen genutzt AUTORENChristof M. Niemeyer1984–1989 Chemiestudium an der Universität Marburg. 1990–1992 Promotion in der Organischen Chemie bei Prof. Dr. M. T. Reetz, Max-Planck-Institut für Kohlenfor-schung, Mühlheim an der Ruhr. 1992–1994 Postdoktorand bei Prof. Dr. R. W. Read, University of New South Wales, Sydney, Australien, und bei Prof. Dr. C. R. Cantor, Center for Advanced Biotechnology, Boston University, USA. 1994–2002 Habilitation an der Universität Bremen. 2002–2012 Professur an der TU Dortmund. Seit 2012 Professor für Chemische Biologie und Direktor des Instituts für Biologische Grenzfl ä-chen (IBG-1) am Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Eggenstein-Leopoldshafen.Johannes Gescher1996–2001 Biologiestudium an der Universität Freiburg. 2001–2005 Promotion. 2005–2006 Postdoc im Labor von Prof. Dr. A. M. Spormann an der Stanford Univer-sity, USA. 2008–2011 Vertretungsprofessor für Mikrobiologie der Universität Frei-burg. Seit 2011 Professor für Angewandte Biologie am Institut für angewandte Bio-wissenschaften (IAB) am Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Karlsruhe.Phillip Lemke2012–2019 Bachelor- und Masterstudiengang Bioingenieurwesen am Karlsruher  Institut für Technologie (KIT). Seit 2019 Doktorand in der Arbeitsgruppe Niemeyer am Institut für Biologische Grenzfl ächen (IBG-1), Eggenstein-Leopoldshafen.Edina Klein2013–2016 Bachelorstudium Biologie an der Universität Leipzig. 2016–2018 Master-studium Biologie am Karlsruher Institut für Technologie (KIT). Seit 2019 Promotion in der Abteilung für Angewandte Biologie in der Arbeitsgruppe Gescher am Institut für angewandte Biowissenschaften (IAB), Karlsruhe.

Kultivierung und Analyse von Biofilmen durch automatisierte Mikrosysteme

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Kultivierung und Analyse von Biofilmen durch automatisierte Mikrosysteme

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