AGUIAR, R.

GUIMARÃES, F. P.

KARAM, D.

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Potencial de macrófitas na remoção de atrazine em solução aquosaGUIMARÃES, F. P.; KARAM, D. e AGUIAR, R.E-mail: fpguimaraes@gmail.comPalavras-chave: macrófitas aquáticas, atrazine; fitorremediaçãoINTRODUÇÃOA atrazine é um herbicida triazínico de pré e pós emergência amplamente utilizado emculturas de milho, sorgo e cana-de-açucar. A atrazine bloqueia o transporte de elétrons nofotossistema II, impedindo a produção de ATP, do NADPH e, conseqüentemente, a fixaçãodo carbono, necessário para o crescimento das plantas (EPA, 2003).Os dados do uso deste herbicida são preocupantes à medida que a atrazine, porapresentar uma elevada persistência nos solos e hidrólise lenta, é considerada um potencialcontaminante de solos, águas superficiais e subterrâneas (UETA, 1999; ANDERSONA et al.,2002; EPA, 2003), além de causar problemas hormonais, nos seres humanos e, ser umpotencial agente carcinogênico (EPA, 2003).A existência de plantas comprovadamente tolerantes a atrazine, como o milho e sorgo,indica a possibilidade de existirem mecanismos que possam ser utilizados em estudos defitorremediação. Essa técnica é uma alternativa eficiente na descontaminação de ambientespoluídos, visto que é uma tecnologia de baixo custo, porém eficiente. Dessa forma, aidentificação e a seleção de espécies vegetais tolerantes, capazes de remover e/ou metabolizara atrazine, é de suma importância, pois permitirá sua aplicação na descontaminação deambientes impactados.O presente estudo teve como objetivo determinar o potencial das espécies demacrófitas aquáticas Azolla caroliniana, Salvinia minima e Lemna gibba na remoção deatrazine, em solução, para serem utilizadas em programas de fitorremediação.MATERIAL E MÉTODOSExemplares das macrófitas aquáticas flutuantes A. caroliniana, S. minima e L. gibbaforam coletadas em tanques da Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, MG, em janeiro de2005. Após desinfecção, em solução de hipoclorito a 1% e água deionizada, as plantas foramcultivadas em casa de vegetação, em bandejas plásticas contendo solução de Hoagland (¼força iônica). Os experimentos foram montados com 1,5 g de massa fresca de plantas porunidade amostral, as quais foram transferidas para vasos pretos contendo 1500 mL de soluçãode Hoagland (¼ força iônica), e as seguintes concentrações de atrazine: 0; 0,01; 0,1; 1,0; 10,0mg/L. Foi utilizada atrazine comercial Gesaprin® 500 (Giba-Geigy), cujo principio ativocorresponde a 500 g L-1. Os vasos, com cinco repetições por tratamento, foram deixados emcasa de vegetação, durante seis dias. Os experimentos foram conduzidos em casa devegetação da Unidade de Crescimento de Plantas da Universidade Federal de Viçosa, emdelineamento inteiramente casualizado, sendo realizados diariamente o rodízio dos vasos.Ao final do experimento, obteve-se a massa fresca total das plantas, e 0,5 g das plantasinteiras foram acondicionadas em freezer, para posterior extração de atrazine. As amostrasforam maceradas em 10 mL de solução metanólica (metanol:água, 1:1, v:v), homogenizadas ecentrifugadas a 1500xg por 10 min (LAWRENCE et al., 1996; GARCINUNO et al., 2003). Osobrenadante foi analisado em HPLC, na EMBRAPA Milho e Sorgo. A coluna utilizada nadeterminação de atrazine foi do tipo Supelcosil LC 18S (150 x 4,6mm, 5µm), sendo a fasemóvel constituída de uma solução de MeOH: H2O (60:40), em volume injetado de 20 µL efluxo de eluição de 1 mL por minuto.A eficiência de remoção de atrazine, em solução, foi calculada pela porcentagem deatrazine removido pelas plantas. A quantidade de atrazine presente em solução foiconsiderada 100%. A concentração de atrazine absorvida pelas plantas (mg gMF-1) foimultiplicada pela quantidade de massa fresca produzida durante o período de exposição aometalóide, obtendo-se portanto, a quantidade real de atrazine removida da solução. Dessaforma, foi calculado o percentual de atrazine que as plantas removeram do meio.RESULTADOSQuanto maior a concentração de atrazine, em solução, maior a absorção do herbicidapelas três macrófitas estudadas, de acordo com Anova (gl=4) e com o teste de Tukey (A.caroliniana, p=0; S. minima, p=0 e L. gibba, p=0), conforme mostra a Figura 1A.Azolla caroliniana acumulou, em média, as seguintes concentrações de atrazine 0,003;0,004 e 0,018 mg gMF-1, quando em concentrações de 0,1; 1,0 e 10,0 mg L-1,respectivamente. S. minima acumulou 0,002; 0,004 e 0,013 mg gMF-1, e L. gibba acumulou0,002; 0,003 e 0,016 mg gMF-1, quando expostas as mesmas concentrações anteriores.Lemna gibba foi capaz de absorver 0,001 mg de atrazine quando exposta a solução de0,01 mg L-1 do herbicida, ao contrário das demais espécies que não registraram absorção doherbicida em quantidades detectáveis pelo equipamento (HPLC). Nesta concentração, noentanto, a quantidade absorvida do herbicida foi desprezível.As três espécies de macrófitas estudadas neste trabalho apresentaram o mesmopotencial de remoção de atrazine da água, diferindo, apenas, na concentração de 10 mg L-1 deatrazine. Nesta concentração, A. caroliniana e L. gibba foram capazes de remover 0,018 e0,016 mg gMF-1, respectivamente, valores estes superiores aos  0,013 mg de atrazineremovidos por S. minima (Anova; gl=2; p=0 e Teste de Tukey).O percentual de atrazine absorvido pelas plantas foi reduzido com o aumento daconcentração do herbicida em solução. A. caroliniana, L. gibba e S. minima removeram maiorpercentual de atrazine quando foram expostas a concentração de 0,1 mg L-1 (Figura 1B). A.caroliniana removeu 6,56; 0,43 e 0,16%, L. gibba 5,07; 0,38 e 0,15% e S. minima 5,6; 0,45;0,12% de atrazine, nos respectivos tratamentos 0,1; 1,0; 10,0 mg L-1.As três espécies estudadas, no entanto, demonstraram o mesmo padrão de eficiênciaquando foram expostas as mesmas concentrações de atrazine (Anova; gl=2; p=0,7) (Figura1B).Figura 1: A: Concentração de atrazine, em macrófitas aquáticas, em diferentes tratamentos. B:Eficiência de remoção de atrazine (%), em solução, para diferentes tratamentos. Os pontos ( )representam as médias e as barras (⊥) representam o erro padrão. Letras diferentesrepresentam médias diferentes (Teste de Tukey). Os índices representam cada espécie: 1-A.caroliniana; 2- S. minima; 3- L. gibba.DISCUSSÃOAs macrófitas aquáticas estudadas neste trabalho tiveram toda a superfície abaxial dafolha em contato constante com a solução. Este fato permitiu que a atrazine tenha sidoabsorvida por dois mecanismos diferentes: absorção pelas raízes e translocação do herbicidaaté as folhas e, absorção direta pelas folhas que ficaram em contato direto com a solução(RODRIGUES e ALMEIDA, 2005).O modo de ação da atrazine consiste em bloquear o fluxo de elétrons do fotossistemaII, impedindo a produção de energia e do poder redutor, essenciais para a etapa de fixação decarbono no processo da fotossíntese (DE PRADO et al., 1995; EPA, 2003). Tal bloqueio pôdeser diagnosticado pelas cloroses e necroses das folhas, ausência de ganho de massa seca,seguida de morte das plantas. Estes sintomas foram observados nas três espécies demacrófitas estudadas neste trabalho, quando estas foram expostas às concentrações acima de1,0 mg L-1 do herbicida.  Em função destes fatos, deduz-se que A. caroliniana, S. minima e L.A. carolinianaL. gibbaS. minima     0,0 0,01 0,1 1,0 10,0Atrazine em solução (mg L -1)0,0000,0020,0040,0060,0080,0100,0120,0140,0160,0180,020Concentração de atrazine em plantas (mg gMF-1 )a1 a1b1c1d1a2 a2b2b2c2a3a3b3b3c3A 0,0 0,01 0,1 1,0 10,0Atrazine em solução (mg L -1)0123456789Eficiência de remoção de atrazine(%)a1a2a3b1 b1b2b2b3 b3Bgibba, provavelmente, não possuem mecanismos eficientes para tolerar e minimizar os efeitosda atrazine nas concentrações estudadas, demonstrando baixa eficiência de remoção doherbicida em ambientes contaminados.As três macrófitas estudadas removeram a mesma quantidade percentual de atrazine dasolução, quando considerada a concentração de 0,1 mg L-1. No entanto, A. caroliniana e L.gibba produziram menor quantidade de massa fresca que S. minima, nas mesmas condiçõesexperimentais. Como possuem a mesma eficiência de remoção do herbicida, é recomendávelque estas plantas sejam utilizadas como biorremediadoras, visto que um menor ganho debiomassa diminuiria o volume de resíduo vegetal a ser tratado, posteriormente. Dessa forma,o uso de A. caroliniana e L. gibba seria indicado para remediação de ambientes comconcentrações de 0,1 mg L-1 de atrazine na água.Quando expostas a solução de 1,0 mg L-1 de atrazine, as três espécies aquáticas foramcapazes de remover o mesmo percentual de atrazine da solução (0,42%), entretanto, as plantasestavam mortas, não favorecendo o potencial de nenhuma espécie para a finalidade deremediação.Na concentração de 10,0 mg L-1 de atrazine, A. caroliniana e L. gibba apresentarammaior eficiência de remoção do herbicida, em solução, do que S. minima. Sugere-se que estefato esteja relacionado aos processos de adsorção do herbicida nos tecidos vegetais. Comonão foi utilizado nenhum meio para retirar a atrazine adsorvida nas folhas das plantas e, comoestas espécies estavam mortas ao final do experimento, a alta concentração de atrazine podeestar associada a maior superfície de contato que as plantas tiveram com a solução, em virtudedo tamanho reduzido das plantas. Portanto, é importante verificar a capacidade destasmacrófitas em adsorver atrazine, através de experimentos realizados com plantas mortas. Casoo potencial de adsorção seja maior que o de absorção, a utilização de matéria orgânica mortapara remoção de atrazine de ambiente aquáticos poluídos seria vantajosa, visto que nãoexistiria a necessidade de monitoramento do crescimento das plantas no ambiente, evitando-se, portanto, a proliferação desordenada das espécies, no ambiente.As macrófitas estudadas demonstraram baixa eficiência de remoção de atrazine emsolução aquosa. RICE et al. (1997) demonstraram que Ceratophyllum demersun, Elodeacanadensis e Lemna minor foram capazes de remover 58,3, 36,8 e 15% de atrazine em água,respectivamente, enquanto, as macrófitas estudadas nesse trabalho: A, caroliniana, S. minimae L. gibba removeram 6,5, 5,1 e 5,6 % da atrazine presente em solução. Além disso, aocorrência de clorose, seguida de morte das plantas, poderia ser um indicativo de que asplantas possuem mecanismos ineficientes de detoxificação de atrazine (BURKEN eSCHNOOR, 1997), associada a uma baixa eficiência para remediar ambientes aquáticoscontaminados pelo herbicida.O potencial apresentado pelas espécies estudadas para remediação de ambientescontaminados, com altas concentrações de atrazine, provavelmente, estejam relacionados aosprocessos de adsorção do herbicida. Dessa forma, um fato importante que deverá serconsiderado é a permanência das plantas, em local contaminado, visto que o herbicida poderáretornar ao ambiente.É importante ressaltar que, a eficiência da remediação de atrazine, em solução,diminuiu com o aumento da concentração do poluente no meio, demonstrando a eficiência douso da técnica de fitorremediação para os ambientes com baixa a média contaminação(PILON-SMITS, 2005).CONCLUSÃOA atrazine, inibidora do processo de fotossíntese, comprometeu o ganho de massa dasmacrófitas aquáticas, flutuantes, estudadas neste trabalho, causando, inclusive a morte dasplantas.  A ocorrência de cloroses e necroses demonstraram a sensibilidade das espécies aoherbicida. Das três espécies estudadas, L. gibba foi a que apresentou maior potencial deremoção de atrazine, da solução, quando exposta a baixas concentrações do herbicida. Noentanto, em altas concentrações de atrazine, A. caroliniana apresentou o mesmo potencial deextração que L. gibba, apesar de estarem mortas. As três espécies estudadas não forampotencialmente eficientes na remoção de atrazine, nas condições estudadas.LITERATURA CITADAANDERSONA, K. L., WHEELERB, K. A., E ROBINSONB, J. B. Atrazine mineralizationpotential in two wetlands. Water Research, v.36, p.4785-4794, 2002.BURKEN, J. G., E SCHNOOR, J. L. Uptake and metabolism of atrazine by poplar trees.Environmental Science & Technology, v.31, p.1399-1406, 1997.DE PRADO, R., ROMERA, E., E MENENDEZ, J. Atrazine detoxification in Panicumdichotomiflorum and target site Polygonum lapathifolium. Pesticide Biochemistryand Physiology, v.52, p.1-11, 1995.EPA. Atrazine: Analysis of risks. 2003. Disponível em <http://www.epa.gov>. Acessado em01 nov.2005.GARCINUNO, R. M., FERNANDEZ-HERNANDO, P., E CAMARA, C. Evaluation ofpesticide uptake by Lupinus seeds. Water Research v.37, p.3481-3489, 2003.LAWRENCE, J. F., MENARD, C., HENNION, M. C., PICHON, V., LEGOFFIC, F., EDURAND, N. Evaluation of immunoaffinity chromatography as a replacement fororganic solvent clean-up of plant extracts for the determination of triazine herbicidesby liquid chromatography. Journal of Chromatography A, v.752, p.147-154, 1996.PILON-SMITS, E. Phytoremediation. Annual Review of Plant Physiology and PlantMolecular Biology, v.56, p.15-39, 2005.RICE, P. J., ANDERSON, T. A., E COATS, J. R. Phytoremediation of herbicide-contaminedsurface water with aquatic plants.  In. Phytoremediation of soil and watercontaminants. Washington: American Chemical Society, 1997.RODRIGUES, B. N., E ALMEIDA, F. S. Guia de herbicidas, 5a edição. Londrina: EditoraGráfica, 2005UETA, J. M., PEREIRA, N. L., SHUHAMA, I. K., E CERDEIRA, A. L. Biodegradação deherbicidas e biorremediação. Biotecnologia Ciência & Desenvolvimento, v.10, p.10-13, 1999.

Potencial de macrófitas na remoção de atrazine em solução aquosa.

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