LACERDA, F. da C. B.

LEMOS, O. F. de

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EFEITO DE AGENTES DESINFESTANTES E ANTIOXIDANTES NO ESTABELECIMENTO DE ÁPICES CAULINARES IN VITRO DE CULTIVARES DE BANANEIRALACERDA¹, Fernando da Costa Brito, LEMOS², Oriel FilgueiraINTRODUÇÃOA propagação de bananeira  é feita  tradicionalmente,  a  partir  de rebrotos ou perfilhos  que surgem lateralmente  à  planta  mãe  no  campo.  Em  geral,  esse  processo  demanda  tempo,  baixo  taxa  de multiplicação e favorece a disseminação de doenças e pragas para outras áreas. Diante disso, pesquisas têm sido desenvolvidas no sentido de controlar a propagação em massa de mudas, utilizando-se de técnicas  biotecnológicas  modernas,  especificamente  a  micropropagação  ou  multiplicação  in  vitro (Dhed'a et al., 1991).A  micropropagação,  comumente  usada  na  produção  de  mudas  de  novas  cultivares  de  bananeira desenvolvidas  por  programas  de  melhoramento  genético,  consiste  em isolar  ápices  vegetativos  de plantas selecionadas e cultivá-los em condições assépticas que propiciem a multiplicação de brotos a partir  do  material  inoculado  (Quisen  et  al.,  2002).  Apresentando  vantagens  como  alta  taxa  de multiplicação, uniformidade fisiológica do material, disponibilidade de propágulos livres de doenças durante o ano inteiro, uniformidade nas brotações, entre outras (Arias, 1992).Contudo, existem alguns fatores que limitam a micropropagação da bananeira, sendo eles as altas taxas de oxidações, resultante da liberação de compostos fenólicos in vitro precursores da síntese de lignina pelo tecido injuriado (Van Winkle et al., 2003) o que compromete a absorção de metabólicos pelo explante; e a grande incidência de contaminação fúngica e/ou bacteriana, proveniente do explante ou do meio ambiente. Comumente  utilizam-se  substâncias  antioxidantes  em  meios  de  cultura  para  reduzir  as  taxas  de oxidação. Dentre as mais usadas, destaca-se o carvão ativado como eficiente, entretanto, não se tem bom entendimento de seus efeitos. Ebert et al. (1993); Pan & Van Standen (1998), observaram que além de metabólicos tóxicos, como os fenólicos, o carvão ativado pode absorver hormônios (auxinas e citocininas) e produtos do metabolismo da planta (exudados).Os  agentes  contaminantes  (fungos  e  bactérias)  agem  de  forma  indireta  comprometendo  o desenvolvimento normal dos cultivos pela competição por nutrientes e vitaminas do meio de cultura e pela produção de metabólitos fitotóxicos como os ácidos láctico e acético, e o cianeto (Lima e Moraes et al., 2006).1 Bolsista do PIBIC/EMBRAPA AMAZÔNIA ORIENTAL. Acadêmico do curso de Engenharia Florestal 7º Semestre UFRA2 Pesquisador Dr. Embrapa Amazônia OrientalVI Seminário de Iniciação Científica da UFRA e XII Seminário de Iniciação Científica da EMBRAPA Amazônia Oriental/2008A maior  incidência  de contaminações  ocorre  na fase de estabelecimento do explante.  Braga et  al. (2001), por exemplo, observaram que em experimentos com cultivar Caipira, as perdas podem chegar a 75% dos explantes na fase de estabelecimento,  o que pode inviabilizar a multiplicação em nível comercial, por onerar os custos de produção.O controle dessas contaminações é feito com o uso de fungicidas e antibióticos (ação bacteriostática ou bactericida) que irão atuar sob contaminantes superficiais e endógenos presentes nos explantes, sendo esses últimos os que representam maior problema no estabelecimento in vitro de bananeiras.O presente estudo teve por objetivo estabelecer a fase de estabelecimento de explantes de diferentes cultivares  de  bananeira  submetidas  por  meio  de  processo  de  assepsia  com o  fungicida  sistêmico Derozol  (Grupo  dos  Benzimidazóis)  e  o  antibiótico  Cefalexina  como  estratégias  de  controle  da contaminação fúngica e bacteriana, e com a utilização de substâncias antioxidantes.MATERIAIS E MÉTODOSO experimento foi desenvolvido no laboratório de Recursos Genéticos e Biotecnologia da EMBRAPA Amazônia Oriental, em Belém-PA. Para o fornecimento de explante, utilizaram-se rizomas de mudas do tipo chifrinho com aproximadamente 30 cm de altura das seguintes variedades: Caipira, Thap maeo, IAC 2001, PV 0376, Pacovan Ken, Pacovan ken II, Caprichosa e Preciosa. A coleta foi realizada no banco de germoplasma de bananeiras da Embrapa.Logo após a coleta, os rizomas passaram por um processo de assepsia que iniciou no local onde foram coletados, sendo submetidos a uma limpeza mecânica, removendo-se as raízes e o pseudocaule.No laboratório, sob condições mais assépticas, os rizomas foram lavados com sabão neutro e água corrente e seccionados a um volume de aproximadamente 2,5cm³ e em seguida imersos a uma solução de Derozol a 500 ppm por 15 minutos, iniciando o processo de desinfestação.Na câmara de fluxo laminar os rizomas foram imersos em álcool a 70% por 60 segundos e por 15 minutos em hipoclorito de sódio a 2,5%, sendo imediatamente lavados quatro vezes em água destilada autoclavada.Depois de lavados, os rizomas foram mais uma vez seccionados passando medir cerca de 1,5cm (0,5 cm de rizoma e 1 cm de primórdios foliares), sendo imersos agora a uma solução de cefalexina a 100 ppm por 15 minutos, objetivando o controle de bactérias endofíticas dos explantes .Os explantes foram inoculados em frascos de 300ml contendo 40ml de meio básico MS (Murashige & Skoog, 1962) suplementados pelos seguintes tratamentos:• T1: BAP (benzilaminopurine) 5mg/l + Carvão Ativado 0,2%;• T2: BAP (benzilaminopurine) 5mg/l + PVP (Polivinylpyridina) 0,2%.O pH do meio de cultura foi ajustado para 5,8 antes da autoclavagem que foi realizada por 20 minutos a 123°C e 1,3 atm. Os rizomas foram mantidos por três dias no escuro e depois em sala de crescimento na temperatura de 24 ± 3ºC, sob fotoperíodo de 16h luz branca fria e irradiância de 25 µmol.m-2.s-1.A avaliação foi feita semanalmente, durante 30 dias de cultivo, utilizando-se como variáveis a taxa de oxidação e contaminação e o numero de brotações emitidas por ápice caulinar. As análises foram feitas de forma descritiva em relação aos efeitos observados durante o período de cultivo.RESULTADOS E DISCUSSÃOApós  uma  semana  de  cultivo,  observou-se  que  os  ápices  caulinares  apresentaram  uma  mudança significativa de cor, passando de creme para uma coloração esverdeada com presença de algumas pontuações escuras que provavelmente teriam sido provocadas pela oxidação superficial dos mesmos, o que foi verificado também por  Domingues  et  al.  (1995), em experimento de micropropagação e enraizamento com o cultivar maçã. Nesse mesmo período, verificaram-se contaminações bacterianas nas cultivares Thap Maeo e IAC 2001 (ambos do tratamento 2), que não sobreviveram após 20 dias, que  pode  estar  relacionado  às  dificuldades  de  absorção  dos  compostos  do  meio  de  cultura  e  a toxicidade dos exsudados das bactérias (Figura 1). Pereira et al. (2003) explica que, quando no meio de cultura as condições se tornam favoráveis ao desenvolvimento das bactérias, estas passam a competir com os explantes por nutrientes, comprometendo a multiplicação e o desenvolvimento dos explantes, podendo, inclusive, leva-los à morte.Em virtude da incidência  ter  sido de apenas  duas contaminações,  podemos inferir  que elas  foram adquiridas durante a manipulação. LEIFERT et al. (1994) observou que bactérias do gênero Bacillus são bastante tolerantes ao calor,  podendo os esporos resistir  a temperaturas de mais  de 100°C e a tratamentos com álcool e hipoclorito  de cálcio ou sódio, sendo possível,  as bactérias resistirem às flambagens das pinças e bisturis no processo de manipulação dentro de câmara de fluxo laminar e também a autoclavagem dos meios e dos frascos. A assepsia mostrou-se, portanto, bastante eficiente, principalmente no controle de contaminações fúngicas, que foi inexistente, onde o Derozol demonstrou eficiência. Passado aproximadamente  vinte  dias,  verificou-se  que  os  explantes  sofreram um intumescimento, crescendo significativamente (Figura 2). A primeira brotação foi visualizada na cultivar Caprichosa (Tratamento 1) no 25º dia. Domingues et al. (1995), verificou que as primeiras brotações surgem após 25-35 dias de cultivo, onde em 45 dias, cada ápice caulinar pode emitir uma média de 5 a 6 brotos. Entretanto, isso não foi verificado nesse estudo, onde se observou uma baixa taxa de brotações em ambos os tratamentos e em todas as cultivares, apresentando no máximo 3 brotações (Figura 3) por ápice caulinar (cultivar Caprichosa, tratamento 1). Isso pode ser explicado pelo fato da avaliação não ter se estendido mais de 30 dias, mas com chance dos explantes terem emitido brotações após esse período. Os compostos utilizados no processo de assepsia, também podem ter influenciado de forma negativa, inibindo as brotações.A taxa de oxidação foi maior no tratamento 2, onde se utilizou o PVP como substância antioxidante. Isso  demonstra  que  embora  não  se  tenha  conhecimento  mais  amplo  sobre  os  efeitos  negativos ocasionados pela utilização de carvão ativado como substância antioxidante em meios de cultura, este apresentou mais eficiência nesse estudo.Figura 1: Explante da cultivar IAC 2001 necrosado devido contaminação bacterianaFigura 2: Explantes intumescidos e esverdeados após 20 dias de cultivo in vitro (T2)Figura 3: Brotações emitidas pela cultivar caprichosa (T1)CONCLUSÃOO fungicida Derozol e o antibiótico Cefalexina apresentam eficiência na desinfestação de explantes de bananeira, entretanto, interferem na emissão de brotos. O carvão ativado é mais eficiente que o PVP no controle da oxidação dos explantes.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICASARIAS, O.  Commercial micropropagation of  banana.  In.:  BIOTECHNOLOGY applications  for banana and plantain improvement. San Jose, Costa Rica: Inibap, 1992. p.139-142.BRAGA,  M.F.,  M.  E.  L.  de  Sá  &  P.  C.  MUSTAFÁ.  2001.  Avaliação  de  um  protocolo  para multiplicação in vitro da bananeira (Musa AAA cv. Caipira). Rev. Bras. Frutic., 23 (2): 25- 219.Dhed'a D.,  F.  Dumortier,  B.  Panis,  D. Vuylsteke & E. Langhe.  1991.  Plant regeneration in cell suspension cultures of cooking banana cv. "Bluggoe" (Musa  spp. ABB group).  Fruits,  46 (2): 125-135.DOMINGUES, E.T.; NETO, A.T.; MENDES, B.M.J.Cultura de apices caulinares de Musa sp. var. Maçã:  estabelecimento,  micropropagação  e  enraizamento  in  vitro.Sci.  agric.  (Piracicaba, Braz.) vol.52 no.2 Piracicaba May/Aug. 1995.EBERT,  A.;  TAYLOR,  F.;  BLAKE,  J.  Changes  of  6-benzylaminopurine  and  2,4-dichlorophenoxyacetic  acid  concentrations  in  plant  tissue  culture  media  in  the  presence  of activated charcoal. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, Dordrech, v.33, p.157–162, 1993.LEIFERT, C. et al.  Ecology of microbial saprophytes and pathogens in tissue culture and field grown plants; reasons for contamination problems in vitro. Critical Reviews in Plant Science, v.13, n.2, p.139-183, 1994.LIMA, J.D., MORAES, W.S.  Controle  de bactérias contaminantes em explantes de bananeira (musa aaa cv. caipira). Pesquisa Agropecuária Tropical, 36 (3): 181-186, 2006 – 181.MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures.  Physiology Plantarum, v.15, p.473-497, 1962.PAN, J.J.;  VAN STADEN, J.  The use of charcoal in in vitro culture – a review.  Plant Growth Regulators, The Hague, v.26, p.155-163, 1998.PEREIRA, J. E. S. & G. R. de L. FORTES. 2003. Toxicidade de antibióticos no cultivo in vitro de batata em meios semisólido e líquido. Pesq. Agrop. Bras., 38 (11): 1273-1279.QUISEN, R. C. Multiplicação in vitro de bananeira cv. Pelipita (ABB) e cv. Prata Ken (AAAB) . In:  XVII  Congresso Brasileiro  de Fruticultura:  Os  novos  desafios  da fruticultura  brasileira,  2002, Belém. Anais do XVII Congresso Brasileiro de Fruticultura. Belém : Embrapa/CPATU, 2002.VAN WINKLE, S.; JOHNSON, S.; PULLMAN, G.S.The impact of gelrite and activated carbon on the  elemental  composition  of  plant  tissue  culture  media.  Plant  Cell  Report,  New  York,  v.21, p.1175-1182, 2003.

Efeito de agentes desinfestantes e antioxidantes no estabelecimento de ápices caulinares in vitro de cultivares de bananeira.

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