Licht- bzw. Fluoreszenzmikroskopie ist zur Analyse der Zellkernstrukturen ein bewährtes Mittel. Nanometergroße DNA-Strukturen können durch die beugungsbegrenzte Auflösung konventioneller Mikroskope allerdings quantitativ nicht untersucht werden. Dazu müssen Methoden wie die hier verwendete Lokalisationsmikroskopie genutzt werden, die die optische Unterscheidung von Fluorophoren mit einem Mindestabstand von ca. 10 nm erlaubt und Strukturmessungen in solchen Größenordnungen damit ermöglicht.
Im Rahmen dieser Arbeit wurde das ganze Vorgehen von der Zellkultur bis zur Datenauswertung für Lokalisationsmikroskopie optimiert, um die potentiell mögliche Präzision dieser Technik voll auszunutzen. Dazu wurden strukturbeeinflussende Schritte bei der Präparation verringert und bei der Auswertung Filterungs- und Normierungsverfahren zur Angleichung der nicht vermeidbaren Fluoreszenzunterschiede entwickelt. Für die gemessenen molekularen Lokalisationsdaten wurden Cluster- und Distanzanalysen zur Erkennung und Quantifizierung von Strukturen verwendet. Ein gänzlich neuer Ansatz zur Strukturanalyse basierend auf persistenter Topologie wurden etabliert. Dies ermöglichte neue wissenschaftliche Perspektiven auf die hier behandelten strahlenbiophysikalischen Fragestellungen.
Die Untersuchung der Genomarchitektur nach Exposition mit ionisierender Strahlung zeigte, dass der Anteil an verpacktem Heterochromatin im Zellkern sich nach Bestrahlung ändert. Es konnte zum ersten Mal lokalisationsmikroskopisch bestätigt werden, dass DNA-Doppelstrangbruch-Reparaturzentren durch die Nähe zu Heterochromatin strukturell beeinflusst werden. Weiterhin konnte gezeigt werden, dass Alu-DNA-Sequenzen fest, jedoch exkludierend, mit Heterochromatin assoziiert sind und eine genomstrukturierende Wirkung haben. Der deutlich messbare Einfluss von Bestrahlung auf diese DNA-Abschnitte kann für eine biologische Dosimetrie verwendet werden
