Die mikrobielle Aktivität in Böden wird in

der Regel an abgeschlossenen

Bodenproben anhand der Bodenatmung

oder des Energieumsatzes erfasst (z.B.

Respirometer, Kalorimeter). Diese

Verfahren können jedoch nur punktuelle

Aussagen zur mikrobiellen Aktivität, und

damit z.B. zu Belastungen von Böden mit

Umwelt-chemikalien liefern. In diesem

Beitrag stellen wir ein Verfahren vor, das

die Bestimmung flächenhafter

mikrobieller Aktivität anhand von räumlich

und zeitlich hoch aufgelöster Infrarot(IR)-

Thermographie erlaubt. Erste Versuche

zeigen, dass dieses Verfahren generell

möglich ist. Mögliche andere

Einflussgrößen für die Oberflächentemperatur,

wie z.B. Evaporation, müssen

ausgeschlossen oder bei der Auswertung

berücksichtigt werden

Kluge, Björn

Mai, Maike

Peters, Andre

Wessolek, Gerd

German

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 Institut für Ökologie, 1FG Standortkunde & Bodenschutz; 2FG Abfallbelastung der Landschaft  Technische Universität Berlin Ernst-Reuter Platz 1, 10587 Berlin bjoern.kluge@tu-berlin.de  Tagungsbeitrag zu: Jahrestagung der DBG – Kom. III  Titel der Tagung:  Böden verstehen Böden nutzen  Böden fit machen Veranstalter:  DBG, September 2011, Berlin/Potsdam Berichte der DBG (nicht begutachtete online Publikation)  http://www.dbges.de   Bestimmung mikrobieller Aktivität in Böden mittels IR – Thermographie  1Björn Kluge, 1Andre Peters, 2Maike Mai und 1Gerd Wessolek  Zusammenfassung Die mikrobielle Aktivität in Böden wird in der Regel an abgeschlossenen Bodenproben anhand der Bodenatmung oder des Energieumsatzes erfasst (z.B. Respirometer, Kalorimeter). Diese Verfahren können jedoch nur punktuelle Aussagen zur mikrobiellen Aktivität, und damit z.B. zu Belastungen von Böden mit Umwelt-chemikalien liefern. In diesem Beitrag stellen wir ein Verfahren vor, das die Bestimmung flächenhafter mikrobieller Aktivität anhand von räumlich und zeitlich hoch aufgelöster Infrarot(IR)-Thermographie erlaubt. Erste Versuche zeigen, dass dieses Verfahren generell möglich ist. Mögliche andere Einflussgrößen für die Oberflächen-temperatur, wie z.B. Evaporation, müssen ausgeschlossen oder bei der Auswertung berücksichtigt werden. Schlüsselwörter Mikrobielle Aktivität Thermographie,  Substrat induzierte Respiration (SIR)  Einleitung  Die Bestimmung der Aktivität von Mikroorganismen in Böden wird häufig anhand der Bodenatmung erfasst. Die Respiration der Bodenorganismen hängt vor allem von der Feuchtigkeit, der Temperatur, der Lagerungsdichte, des organischen Kohlenstoffgehaltes, aber auch von hemmenden Faktoren, wie z.B. Schadstoffkonzentrationen ab.  Zur Respirationsmessung im Labor werden in der Regel gesiebte und damit stark veränderte Proben verwendet. Die Bestimmung erfolgt analytisch mit unterschiedlichen Messverfahren z.B. durch Messungen der Kohlenstoffdioxidproduktion (z.B. Bartling et al. 2009), des Sauerstoffverbrauches oder des Energieumsatzes (Critter et al. 1994, 2001).  Neben der Bestimmung der mikrobiellen Biomasse lassen sich damit unter anderem auch ökotoxikologische Wirkungen von Umweltchemikalien beurteilen (Babich und Stotzky 1985). Diese angewendeten Verfahren lassen in der Regel keine Respirationsmessungen von größeren, ungestörten Bodenproben zu. Ebenfalls lassen sich keine flächenhaften Aussagen über mikrobielle Aktivitäten, bzw. über Belastungsmuster von Umweltchemikalien in Böden treffen.  In diesem Beitrag stellen wir ein Verfahren vor, das die substratinduzierte Messung mikrobieller Bodenaktivität anhand von räumlich und zeitlich hoch aufgelöster IR-Thermographie erlaubt. Dabei nutzen wir den Umstand, dass bei der Umsetzung mikrobieller Biomasse Energie und damit Wärme freigesetzt wird (Ljungholm et al. 1980)  Material und Methoden Es wurden 16 Bodensäulen mit einem humosen Oberboden befüllt. Acht dieser Säulen wurden zusätzlich mit 1 Gew.% Glucose beimpft (substratinduzierte - 15 cm --20 cm -CuCu-20 cm --20 cm -Respiration (SIR)). Die Temperaturverläufe der Oberflächen der Säulen wurden mit einer IR-Kamera (Infratec Variocam hr) gemessen (Abb. 1). Zur Bestimmung der Bodenatmung wurden 3 parallele Proben mit Substrat-induzierung in einem Respirometer bei 20 °C inkubiert. Beim zweiten Versuch wurde eine Wanne (15 x 20 cm) in vier Flächenteile geteilt und mit obiger Substratmischung versetzt. Zwei Flächenteile wurden zusätzlich mit 2 g/kg Cu belastet (Abb. 2). Damit sollte getestet werden, ob mit IR-Thermographie Belastungsmuster an Bodenoberflächen erfasst werden können.                Abb. 1: Schematische Skizze der Versuchsanordnung (Glc= Glucose).                 Abb. 2:  Draufsicht Versuch Belastungsmuster. Cu= 0.2 Gew.% Kupferzugabe. Ergebnisse  Versuch 1: Substratinduzierte Respiration (SIR) Zu Beginn der Messungen mit der IR Kamera (t=0h) sind die Oberflächen-temperaturen aller 16 Proben praktisch gleich (Abb 3). Am Zeitpunkt t= 40h dagegen sind deutliche Unterschiede bei den Oberflächentemperaturen zu erkennen. Dabei zeigen die substratinduzierten Proben deutlich höhere Oberflächentemperaturen (Abb.3). Am Ende des Versuches (t=70h) sind die Oberflächentemperaturen der Kontroll- und der substratinduzierten Proben wieder ähnlich.  In Abb.4 ist die mittlere Temperaturdifferenz der Oberflächentemperaturen zwischen Kontroll- und substratinduzierter Probe dargestellt. Am Peakmaximum (t=40h) liegt die mittlere Oberflächentemperatur um etwa 0.4 K höher als die Oberflächentemperatur der Kontrollprobe. Nach 70h liegt die Differenz  nahe an der Temperaturauflösung (0.05 K).   t=0 h t=40 h t=70 hGl GlGlGl GlGl Gl GlK KKKKKKKGl GlGlGl GlGl Gl GlK KKKKKKKGl GlGlGl GlGl Gl GlK KKKKKKK  Abb. 3: Oberflächentemperaturen der 16 Bodenproben zu drei unterschiedlichen Zeitpunkten. Gl mit Glucosezugabe; K: ohne Zugabe.    Abb. 4:  CO2-Freisetzungsrate einer mit Glucose beimpften Probe und Verlauf der Temperaturdifferenz an der Oberfläche zwischen beimpften und unbeimpften Bodensäulen; n= 8.  00.050.10.150.20.250.30.350.40.450 10 20 30 40 50 60 70time (h)temperature difference [°C]0100200300400500600700Bodenatmung [µg CO2 g-1  h-1 ]IR Thermographie 22°C Respiration 20°CDie Temperaturdifferenz (IR-Thermo-graphie) verläuft sehr ähnlich wie die CO2-Freisetzungsrate bei dem Respirocond-Versuch (Abb.4). Sowohl die lag-Phase, als auch die Wachstumsrate und das Peakmaximum liegen in beiden Versuchen in gleichen Zeitintervallen. Das etwas früher einsetzende Peakmaximum der mit Thermographie gemessenen Proben gegenüber den mit dem Respirocond gemessenen lässt sich durch eine etwas höhere Umgebungstemperatur erklären (22°C zu 20°C; Abb.4).  Versuch 2: Flächenhafte Belastungsmuster Am Anfang des Versuchzeitraumes (t=0h) lässt sich eine einheitliche mittlere Oberflächentemperatur auf den vier Flächen beobachten. Nach 40h (Peakmaximum) zeigt sich auf den nicht mit Kupfer belasteten Flächen eine deutliche Erhöhung der Oberflächen-temperatur (Abb.5). Nach t=75h dagegen zeigt sich eine deutliche Erhöhung auf den beiden Flächen, auf die Kupfer (Cu) aufgebracht wurde. Die Oberflächen-temperaturen der unbelasteten Flächen liegen wieder auf einem ähnlichen Niveau, wie am Zeitpunkt t=0h (Abb.5). Das verzögerte Peakmaximum der beiden mit Kupfer dotierten Flächen lässt sich mit einer zeitverzögerten Adaptierung der Mikroorganismen an die zugeführte Kupferbelastung erklären.  Das obere Diagramm in Abb. 6 zeigt den zeitlichen Verlauf der mittleren Oberflächentemperaturen auf den vier Flächen. Deutlich lassen sich die Unterschiede der Oberflächentemp-eraturen zu den verschiedenen Zeit-punkten während des Versuchzeitraumes erkennen. Das untere Diagramm in Abb.6 zeigt die mittlere Temperaturdifferenz zwischen unbe-lasteter und mit Kupfer belasteter Probe, während des Versuchzeitraumes.  Die Ergebnisse zeigen, dass auch Belastungsmuster von Bodenoberflächen sehr gut mittels IR-Thermographie erfasst werden können.  t=40 ht=0 hCuCuCuCu t=75 h t=90 hCuCuCuCu  Abb. 5: Oberflächentemperaturen zu unterschiedlichen Zeitpunkten. Cu: mit 0.2 Gew.% Kupfer belasteter Boden.      Abb. 6: Oben: Zeitlicher Verlauf der mittlerer Oberflächentemperaturen auf den belasteten (Cu) und unbelasteten (U) Flächen; Unten: Temperaturdifferenzen zwischen belasteten und unbelasteten Flächen.   -0.25-0.15-0.050.050.150.250 20 40 60 80 100Zeit  [h]Temperaturdifferenz [°C]22.022.523.023.524.024.50 20 40 60 80 100Zeit [h]Oberflächentemperatur [°C] Boden + GlucoseBoden + Glucose + KupferFazit und Ausblick Die IR-Kamera lässt eine räumlich und zeitlich hoch hochaufgelöste Messung der Oberflächentemperatur zu. Die Temperaturentwicklung bei SIR ist mit der IR Thermografie deutlich zu erkennen. Die Erhöhung der Oberflächentemperatur bei der Glucosezugabe korreliert stark mit der SIR der über Atmungsmessungen (Respirocond) gemessenen mikrobiellen Aktivität. Eine quantitative und qualitative Bestimmung der mikrobiellen Aktivität mit IR-Thermographie ist damit prinzipiell möglich. Ebenfalls konnte gezeigt werden, dass Belastungsmuster von Bodenoberflächen sehr gut mittels IR-Thermographie erfasst werden können.  Allerdings gibt es andere Einflussgrößen für die Oberflächentemperatur, wie z.B. Schwankungen der Lufttemperatur, Entzug von Wärme durch Evaporation und die laterale Wärmeableitung, die bei der Interpretation der Ergebnisse berücksichtigt werden müssen.  In weiteren Untersuchungen soll geklärt werden, wie hoch die räumliche Auflösung im Hinblick auf die Größe der Belastungsmuster ist. Weiterhin soll untersucht werden, ob die Methode auch im Freiland unter atmosphärischen Bedingungen mit heterogenen Böden anwendbar ist.  Literatur Bartling, J., Kotzerke, A., Mai, M., Esperschütz, J., Buegger, F., Schloter, M., Wilke, B.-M. (2009). Microbial community structure and function during abnormal curve development of substrate-induced respiration measurements. Chemosphere 77: 1488-1494.  Babich H. and Stotzky G. (1985). Heavy metal toxicity to microbe-mediated ecologic processes: A review and potential application to regulatory policies. Environmental Research 36,  I  I I -137.Critter, S.A.M., Simoni, J.A. and Airoldi, C., (1994). Microcalorimetric study of glucose degradation in some Brazilian soils. Thermochim.Acta 232, pp. 145–154.  Critter, S.A.M., Freitas, S.S. and Airoldi, C. (2001). Calorimetry versus respi-rometry for the monitoring of microbial activity in a tropical soil. Applied Soil Ecology18, 3, 217-227.  Ljungholm, K., Noren, B. & Odahm, G. (1980).Microcalorimetric and gas chromatographic studies of microbial activity in water leached, acid leachedand restored soils. Oikos 34, 98-102.                                                                       

Bestimmung mikrobieller Aktivität in Böden mittels IR – Thermographie

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