Characterization of Ataxin-2 and its interaction partners

Die Spinozerebelläre Ataxie Typ 2 (SCA2) ist eine autosomal dominant vererbte neurodegenerative Krankheit, welche durch die Expansion des Trinukleotids Cytosin-Adenin-Guanin von ~22/23 auf >32 im Ataxin-2 Gen (ATXN2) verursacht wird. Dieses Trinukleotid codiert für die Aminosäure Glutamin weshalb SCA2 auch zu den Polyglutaminerkrankungen zählt. Zu dieser Gruppe zählen außerdem fünf weitere SCA-Subtypen sowie drei weitere neurodegenerative Erkrankungen, darunter die Huntington-Krankheit. SCA2 wurde 1971 zum ersten Mal von Wadia und Swami beschrieben und unterscheidet sich von den anderen SCAs aufgrund der typischen Störung der sakkadischen Augenbewegungen. Weitere klinische Symptome von SCA2 sind Ataxie, Tremor, Dysmetrie, Dysarthrie, Hyporeflexie und Dysdiadochokinese. Die Symptome gehen auf einen neuronalen Verlust insbesondere im Cerebellum, aber auch in anderen Hirnregionen wie zum Beispiel dem Hirnstamm zurück. Atxn2 wird in weiten Teilen des Zentralnervensystems aber auch in vielen nicht-neuronalen Geweben exprimiert. Es handelt sich um ein überwiegend cytoplasmatisch lokalisiertes Protein, welches im Gegensatz zu vielen anderen SCA-Proteinen cytoplasmatische und nur selten nukleäre Aggregate bildet. Die exakte Funktion von Atxn2 ist bisher unklar, es wurde allerdings mehrfach gezeigt, dass es in die mRNA Translation involviert ist aufgrund seiner Interaktion mit dem PolyA-bindenden Protein PABPC1. Eine Expansion des Trinukleotids in Ataxin-2 kann nicht nur zu SCA2 führen, sondern stellt bei Wiederholungen zwischen 27 und 32 CAGs auch ein erhöhtes Risiko für eine Erkrankung an Amyotropher Lateralsklerose (ALS) und anderen neurodegenerativen Krankheiten dar. Eine Interaktion zwischen ATXN2 und dem ALS-verursachenden TDP43 (Tardbp) wurde bereits zahlreich beforscht, da Aggregate von ATXN2 in Motoneuronen des Rückenmarks von ALS-Patienten und aggregiertes TDP43 in SCA2-Neuronen beobachtet wurden. Generell sind die Mechanismen, die zur Pathologie von SCA2 und ALS führen, noch weitgehend unklar. Ziel dieser Arbeit war es daher auf der einen Seite einen Einblick in den Pathomechanismus von SCA2 zu erhalten, indem mögliche oder bereits bekannte Interaktoren in etablierten Atxn2-Mausmodellen untersucht wurden. Auf der anderen Seite wurden zwei neue Mausmodelle charakterisiert, um ihre Eignung für die Erforschung von ALS und SCA2 zu prüfen. Für den ersten Teil der Arbeit dienten Daten aus mehreren Transkriptomstudien von Atxn2-Knock-Out (KO) und Atxn2-CAG42-Knock-In (KIN) Mäusen als Grundlage. Konnten die Daten mit einer unabhängigen Methode bestätigt werden, folgten weitere Untersuchungen auf mRNA und Proteinebene sowie unter zusätzlicher Verwendung von Zellkultur und Patientenmaterial. Dadurch konnten neue Interaktionspartner von ATXN2 identifiziert und bereits bekannte in diesen Mausmodellen bestätigt werden. So wurde zum Beispiel eine Interaktion von ATXN2 mit der E3-Ubiquitin-Protein-Ligasekomponente FBXW8 gezeigt und deren Beteiligung am Abbau von expandiertem ATXN2. Außerdem wurde eine Interaktion von FBXW8 mit dem bereits bekannten ATXN2-degradierenden Protein PARK2 gezeigt. Eine Hochregulierung des Fbxw8 Transkripts wurde sowohl im Atxn2-CAG42-KIN-Mausmodell als auch in SCA2-Patientenfibroblasten gefunden, während Park2 in keinem der Modelle signifikant veränderte Transkriptspiegel aufwies. Diese Daten belegen die Relevanz von Fbxw8 für den Abbau von moderat-expandiertem Atxn2 und begründen weitere Studien zur genauen Funktion dieses Proteins im Pathomechanismus von Atxn2. Des Weiteren wurden diverse Kalziumhomöostasefaktoren untersucht, welche eine konsistente Herunterregulierung der Transkripte in beiden Mausmodellen aufwiesen. Auf Proteinebene zeigten sich jedoch Unterschiede zwischen den Modellen. Diese Daten belegen, dass zwar ähnliche Transkriptveränderungen im KIN- und KO-Modell auftreten, diesen aber vermutlich verschiedene Mechanismen zugrunde liegen. Welche Mechanismen dies genau sind bleibt zu klären, es ist jedoch wahrscheinlich, dass im KIN-Modell die Aggregatbildung sowie in beiden Modellen die Beteiligung von ATXN2 an der Translationregulation eine Rolle spielen. Die Ergebnisse dieser Studie unterstreichen die Relevanz des Ca2+ Signalwegs für die Entwicklung von SCA2. Der zweite Teil der Arbeit beinhaltet die Charakterisierung einer ATXN2/TDP43 Doppelmutante auf Verhaltensebene sowie die gründliche Evaluierung des Phänotyps einer vollkommen neuen SCA2 Mausmutante. Während in der Doppelmutante trotz doppelter Genmutation nur ein sehr schwacher Phänotyp auf Verhaltensebene festgestellt werden konnte und bis zu einem Alter von 12 Monaten keine Potenzierung der Mutationen zu beobachten war, zeigte die Atxn2-CAG100-KIN Maus signifikante und früh auftretende Pathologie. Neben einer verminderten Überlebensrate, einem Gewichtsverlust und diversen motorischen Störungen, konnten auch Aggregate des mutierten Proteins in diversen Hirnregionen identifiziert werden. Der Atxn2-CAG100-KIN Phänotyp spiegelt die humanen Symptome daher recht gut wider, weshalb diese Mausmutante ein wertvolles Modell für die weitere SCA2-Forschung darstellt. Zusammengefasst zeigt diese Arbeit die Bedeutung des ATXN2-Interaktors FBXW8 im SCA2-Mausmodell als auch im Patientenmaterial. Sie betont die Relevanz des Atxn2-KO-Modells in Bezug auf Störungen der Kalziumhomöostase und dokumentiert die Alters- und Gewebespezifität dieser Veränderungen. Außerdem beinhaltet sie die vorläufige Beschreibung eines kombinierten Atxn2/TDP43-Mausmodells und schließlich die ausführliche Charakterisierung eines vollkommen neuen und äußerst wertvollen SCA2-Mausmodells

Both ubiquitin ligases FBXW8 and PARK2 are sequestrated into insolubility by ATXN2 polyQ expansions, but only FBXW8 expression is dysregulated

The involvement of the ubiquitin-proteasome system (UPS) in the course of various age-associated neurodegenerative diseases is well established. The single RING finger type E3 ubiquitin-protein ligase PARK2 is mutated in a Parkinson’s disease (PD) variant and was found to interact with ATXN2, a protein where polyglutamine expansions cause Spinocerebellar ataxia type 2 (SCA2) or increase the risk for Levodopa-responsive PD and for the motor neuron disease Amyotrophic lateral sclerosis (ALS). We previously reported evidence for a transcriptional induction of the multi-subunit RING finger Skp1/Cul/F-box (SCF) type E3 ubiquitin-protein ligase complex component FBXW8 in global microarray profiling of ATXN2-expansion mouse cerebellum and demonstrated its role for ATXN2 degradation in vitro. Now, we documented co-localization in vitro and co-immunoprecipitations both in vitro and in vivo, which indicate associations of FBXW8 with ATXN2 and PARK2. Both FBXW8 and PARK2 proteins are driven into insolubility by expanded ATXN2. Whereas the FBXW8 transcript upregulation by ATXN2- expansion was confirmed also in qPCR of skin fibroblasts and blood samples of SCA2 patients, a FBXW8 expression dysregulation was not observed in ATXN2-deficient mice, nor was a PARK2 transcript dysregulation observed in any samples. Jointly, all available data suggest that the degradation of wildtype and mutant ATXN2 is dependent on FBXW8, and that ATXN2 accumulation selectively modulates FBXW8 levels, while PARK2 might act indirectly through FBXW8. The effects of ATXN2-expansions on FBXW8 expression in peripheral tissues like blood may become useful for clinical diagnostic

Genetic ablation of ataxin-2 increases several global translation factors in their transcript abundance but decreases translation rate

Spinocerebellar ataxia type 2 (SCA2) and amyotrophic lateral sclerosis (ALS) are neurodegenerative disorders, caused or modified by an unstable CAG-repeat expansion in the SCA2 gene, which encodes a polyglutamine (polyQ) domain expansion in ataxin-2 (ATXN2). ATXN2 is an RNA-binding protein and interacts with the poly(A)-binding protein PABPC1, localizing to ribosomes at the rough endoplasmic reticulum. Under cell stress, ATXN2, PABPC1 and small ribosomal subunits are relocated to stress granules, where mRNAs are protected from translation and from degradation. It is unknown whether ATXN2 associates preferentially with specific mRNAs or how it modulates RNA processing. Here, we investigated the RNA profile of the liver and cerebellum from Atxn2 knockout (Atxn2−/−) mice at two adult ages, employing oligonucleotide microarrays. Prominent increases were observed for Lsm12/Paip1 (>2-fold), translation modulators known as protein interactor/competitor of ATXN2 and for Plin3/Mttp (>1.3-fold), known as apolipoprotein modulators in agreement with the hepatosteatosis phenotype of the Atxn2−/− mice. Consistent modest upregulations were also observed for many factors in the ribosome and the translation/secretion apparatus. Quantitative reverse transcriptase PCR in liver tissue validated >1.2-fold upregulations for the ribosomal biogenesis modulator Nop10, the ribosomal components Rps10, Rps18, Rpl14, Rpl18, Gnb2l1, the translation initiation factors Eif2s2, Eif3s6, Eif4b, Pabpc1 and the rER translocase factors Srp14, Ssr1, Sec61b. Quantitative immunoblots substantiated the increased abundance of NOP10, RPS3, RPS6, RPS10, RPS18, GNB2L1 in SDS protein fractions, and of PABPC1. In mouse embryonal fibroblasts, ATXN2 absence also enhanced phosphorylation of the ribosomal protein S6 during growth stimulation, while impairing the rate of overall protein synthesis rates, suggesting a block between the enhanced translation drive and the impaired execution. Thus, the physiological role of ATXN2 subtly modifies the abundance of cellular translation factors as well as global translation

PARK2 interacts with FBXW8 and is recruited into insolubility in <i>Atxn2</i>-CAG42-KIN mice.

<p>(A) In HeLa cells overexpressing Cherry-GFP-PARK2 and FBXW8-HA, pulling with anti-FBXW8 antibody resulted in the detection of FBXW8 as well as of PARK2 in Co-IP lysates, demonstrating their interaction (experiment repeated twice, representative image). (B) PARK2 interacts with FBXW8 in Co-IP samples of <i>Atxn2</i>-CAG42-KIN mice independent of the polyQ length. Lower bands represent PARK2 protein (experiment repeated once). (C) PARK2 protein level is decreased in the RIPA-soluble fraction while it is increased in the SDS-soluble fraction (8 <i>Atxn2</i>^CAG1/CAG1 mice vs. ≥ 6 <i>Atxn2</i>^CAG42/CAG42 mice).</p

FBXW8 is shifted into insolubility in <i>Atxn2</i>-CAG42-KIN mice due to interaction with expanded ATXN2.

<p>(A) Pulling either with anti-ATXN2 or anti-FBXW8 antibody, ATNX2 and FBXW8 show an interaction in the cerebellum of 18-month-old <i>Atxn2</i>-CAG42-KIN mice independent of the polyQ length (experiment repeated three times for anti-ATXN2 and once with anti-FBXW8, representative images). (B) In cerebellar tissue of 18-month-old <i>Atxn2</i>-CAG42-KIN mice FBXW8 protein level is downregulated in the RIPA-soluble fraction while it is upregulated in the SDS-soluble fraction (two independent experiments each with 4 <i>Atxn2</i>^CAG1/CAG1 vs. 4 <i>Atxn2</i>^CAG42/CAG42 mice).</p

FBXW8 protein levels are dysregulated in SCA2 patient material.

<p>FBXW8 expression is upregulated at the transcript level in SCA2 patient skin fibroblasts (A; 4 CTL individuals vs. 4 SCA2 patients) as well as in SCA2 patient blood samples (B; 5 CTL individuals vs. 3 SCA2 patients). (C) At the protein level FBXW8 is decreased in the RIPA-soluble fraction while it is increased in the SDS-soluble fraction in SCA2 patient fibroblasts (4 CTL individuals vs. 4 SCA2 patients).</p

In human and mouse spino-cerebellar tissue, ataxin-2 expansion affects ceramide-sphingomyelin metabolism

Ataxin-2 (human gene symbol ATXN2) acts during stress responses, modulating mRNA translation and nutrient metabolism. Ataxin-2 knockout mice exhibit progressive obesity, dyslipidemia, and insulin resistance. Conversely, the progressive ATXN2 gain of function due to the fact of polyglutamine (polyQ) expansions leads to a dominantly inherited neurodegenerative process named spinocerebellar ataxia type 2 (SCA2) with early adipose tissue loss and late muscle atrophy. We tried to understand lipid dysregulation in a SCA2 patient brain and in an authentic mouse model. Thin layer chromatography of a patient cerebellum was compared to the lipid metabolome of Atxn2-CAG100-Knockin (KIN) mouse spinocerebellar tissue. The human pathology caused deficits of sulfatide, galactosylceramide, cholesterol, C22/24-sphingomyelin, and gangliosides GM1a/GD1b despite quite normal levels of C18-sphingomyelin. Cerebellum and spinal cord from the KIN mouse showed a consistent decrease of various ceramides with a significant elevation of sphingosine in the more severely affected spinal cord. Deficiency of C24/26-sphingomyelins contrasted with excess C18/20-sphingomyelin. Spinocerebellar expression profiling revealed consistent reductions of CERS protein isoforms, Sptlc2 and Smpd3, but upregulation of Cers2 mRNA, as prominent anomalies in the ceramide–sphingosine metabolism. Reduction of Asah2 mRNA correlated to deficient S1P levels. In addition, downregulations for the elongase Elovl1, Elovl4, Elovl5 mRNAs and ELOVL4 protein explain the deficit of very long-chain sphingomyelin. Reduced ASMase protein levels correlated to the accumulation of long-chain sphingomyelin. Overall, a deficit of myelin lipids was prominent in SCA2 nervous tissue at prefinal stage and not compensated by transcriptional adaptation of several metabolic enzymes. Myelination is controlled by mTORC1 signals; thus, our human and murine observations are in agreement with the known role of ATXN2 yeast, nematode, and mouse orthologs as mTORC1 inhibitors and autophagy promoters

Mouse Ataxin-2 expansion downregulates CamKII and other calcium signaling factors, impairing granule—Purkinje neuron synaptic strength

Spinocerebellar ataxia type 2 (SCA2) is caused by polyglutamine expansion in Ataxin-2 (ATXN2). This factor binds RNA/proteins to modify metabolism after stress, and to control calcium (Ca2+) homeostasis after stimuli. Cerebellar ataxias and corticospinal motor neuron degeneration are determined by gain/loss in ATXN2 function, so we aimed to identify key molecules in this atrophic process, as potential disease progression markers. Our Atxn2-CAG100-Knock-In mouse faithfully models features observed in patients at pre-onset, early and terminal stages. Here, its cerebellar global RNA profiling revealed downregulation of signaling cascades to precede motor deficits. Validation work at mRNA/protein level defined alterations that were independent of constant physiological ATXN2 functions, but specific for RNA/aggregation toxicity, and progressive across the short lifespan. The earliest changes were detected at three months among Ca2+ channels/transporters (Itpr1, Ryr3, Atp2a2, Atp2a3, Trpc3), IP3 metabolism (Plcg1, Inpp5a, Itpka), and Ca2+-Calmodulin dependent kinases (Camk2a, Camk4). CaMKIV–Sam68 control over alternative splicing of Nrxn1, an adhesion component of glutamatergic synapses between granule and Purkinje neurons, was found to be affected. Systematic screening of pre/post-synapse components, with dendrite morphology assessment, suggested early impairment of CamKIIα abundance together with the weakening of parallel fiber connectivity. These data reveal molecular changes due to ATXN2 pathology, primarily impacting excitability and communication