Charakterisierung und Anwendung einer Biofilmkultivierungsplattform

Biofilme sind sessile, in eine Matrix eingebettete, mikrobielle Gemeinschaften und stellen die primäre Lebensform von Mikroorganismen dar. Sie haben großen Einfluss auf wichtige Aspekte der Medizin und Industrie und zeigen ein enormes Potential in der Erforschung sozialer mikrobiologischer Interaktionen. Die Analyse dieser komplexen Systeme erweitert unser Verständnis mikrobiellen Lebens beständig, bedingt allerdings auch die stetige Entwicklung und Optimierung neuer Technologien zur Biofilmkultivierung und -analyse. In dieser Arbeit wurde, mit dem Hintergrund der Co-Kultivierung bisher unkultivierbarer Mikroorganismen, ein neuentwickeltes mikrofluidisches Chipsystem auf dessen Anwendbarkeit als Biofilmkultivierungsplattform untersucht. Eine der Kernideen des Systems war dabei die Separierung von Biofilmgemeinschaften über den Verlauf des fluidischen Kanals. Die Möglichkeit mikrobiologische Co-Kulturen räumlich aufzutrennen dient als eine der Grundvoraussetzungen für die Anreicherung und Analyse bisher unkultivierbarer Mikroorganismen. Aus diesem Grund war ein wichtiger Aspekt dieser Arbeit biologische Gradienten innerhalb des fluidischen Systems zu generieren und nachzuweisen. Die Charakterisierung umfasste zudem die Kontrolle der allgemeinen und gerichteten Biofilmkultivierung, die Validierung speziell angepasster Methoden sowie den Nachweis als potentielle Mutagenese- und Screeningplattform. Im Allgemeinen ergab sich durch verbesserte Prozessprotokolle und der Entkopplung händischer Analysen eine gesteigerte Reproduzierbarkeit durchgeführter Biofilmkultivierungen. Das System wurde im Verlauf der Systemoptimierung um eine Infrastruktur zur parallelen und anoxischen Kultivierung erweitert. Robotergestützte Analysen ermöglichten es auf die Anwendung molekularbiologisch modifizierter Modellorganismen, wie autofluoreszente Stämme, prinzipiell zu verzichten. Anhand der Kultivierung und Analyse von 2-Spezies-Konsortien konnte die angestrebte zweidimensionale Auftrennung über den Verlauf des Systems, sowohl für prozessbedingte als auch biologisch generierter Gradienten, nachgewiesen werden. Zudem wurde erstmals und erfolgreich die Kombination aus robotergestützter Probenahme und 16S-rDNA Amplicon Sequenzierung dazu genutzt die räumliche Auftrennung zweier Co-kultivierter Spezies innerhalb des Chipsystems aufzuzeigen. Durch Experimente mit UV-C Strahlung zur nicht invasiven Biofilmmanipulation konnte das System als Mutagenese-Plattform etabliert werden. Des Weiteren konnte dank der Modellierbarkeit des Systems ein speziell angepasstes Setup zur konstanten Generierung neuer Stammvarianten entwickelt werden. Als Proof of Concept wurde auf Stämme mit einer erhöhten Toleranz gegenüber dem Elektronenmediator Methylenblau selektiert, welche zur Optimierung bioelektrochemischer Systeme eingesetzt werden sollten. Mit dem Setup konnten erfolgreich neue methylenblautolerantere Varianten des Stammes JG806 generiert werden. Eine genauere Analyse neuer Stammvarianten zeigte eine erhöhte Stromproduktion in bioelektrochemischen Systemen und unter anderem eine Mutation im Repressor AcrR als mögliche Ursache für die vielfach erhöhte Toleranz gegenüber Methylenblau

Machine-assisted cultivation and analysis of biofilms

Biofilms are the natural form of life of the majority of microorganisms. These multispecies consortia are intensively studied not only for their effects on health and environment but also because they have an enormous potential as tools for biotechnological processes. Further exploration and exploitation of these complex systems will benefit from technical solutions that enable integrated, machine-assisted cultivation and analysis. We here introduce a microfluidic platform, where readily available microfluidic chips are connected by automated liquid handling with analysis instrumentation, such as fluorescence detection, microscopy, chromatography and optical coherence tomography. The system is operable under oxic and anoxic conditions, allowing for different gases and nutrients as feeding sources and it offers high spatiotemporal resolution in the analysis of metabolites and biofilm composition. We demonstrate the platform’s performance by monitoring the productivity of biofilms as well as the spatial organization of two bacterial species in a co-culture, which is driven by chemical gradients along the microfluidic channel

Characterization of microbial current production as a function of microbe–electrode-interaction

Microbe-electrode-interactions are keys for microbial fuel cell technology. Nevertheless, standard measurement routines to analyze the interplay of microbial physiology and material characteristics have not been introduced yet. In this study, graphite anodes with varying surface properties were evaluated using pure cultures of Shewanella oneidensis and Geobacter sulfurreducens, as well as defined and undefined mixed cultures. The evaluation routine consisted of a galvanostatic period, a current sweep and an evaluation of population density. The results show that surface area correlates only to a certain extent with population density and anode performance. Furthermore, the study highlights a strain-specific microbe-electrode-interaction, which is affected by the introduction of another microorganism. Moreover, evidence is provided for the possibility of translating results from pure culture to undefined mixed species experiments. This is the first study on microbe-electrode-interaction that systematically integrates and compares electrochemical and biological data